Un requisito esencial para cualquier actividad de cultivo o de explotación es contar con semilla abundante, fiable y barata. Actualmente, en la mayoría de las explotaciones de bivalvos del mundo se recolecta la semilla en bancos naturales y se coloca el sustrato (material de fijación) en las zonas de reproducción; luego se recogen las larvas en metamorfosis, para luego transferir la semilla recolectada a las zonas de engorde hasta que ésta alcance la talla comercial. 

 

En otros casos, se recolecta la semilla en zonas de abundancia natural y se transporta a zonas de engorde que pueden estar alejadas de la fuente de semilla (telecaptación). La recolección de semilla en zonas de reclutamiento natural seguirá siendo importante en las explotaciones de bivalvos de todo el mundo y sin lugar a dudas en algunas zonas esta práctica podrá intensificarse para satisfacer la mayor demanda de semilla de las explotaciones. Es por tanto necesario reconocer la importancia que tienen estas zonas de reproducción y hacer un gran esfuerzo para conservarlas.

 

En muchos otros lugares de cultivo, no existen zonas de reproducción natural que suministren semilla y, si existen, no pueden producir suficiente semilla para satisfacer los requisitos de la fase de engorde, incluso la reproducción es errática y no se puede garantizar una fuente fiable de semilla. Se dan además otros inconvenientes que condicionan la recolección de semilla natural para su uso en las actividades acuícolas, ya que, a veces, los engordadores de algunas zonas desarrollan y cultivan razas o variedades de bivalvos que se ajustan a sus necesidades particulares, pero puede que ese tipo de semilla no se encuentre disponible localmente. Otro caso es el de aquellos productores que deseen introducir una especie no alóctona (exótica) y no dispongan de una fuente de semilla, para los que la alternativa consiste en la recolección en bancos naturales de bivalvos para producir luego la semilla en el criadero. Los criaderos de bivalvos llevan funcionando más de cincuenta años y hoy en día están bien implantados en muchos países, formando parte integral de muchas explotaciones y constituyendo la mayor o única fuente de semilla. Indudablemente en el futuro los criaderos de bivalvos desempeñarán un papel muy importante dentro del conjunto de actividades acuícolas, conforme la explotación de moluscos se especialice y aumente la demanda de semilla.

 

Los criaderos ofrecen varias ventajas con respecto a la recolección en bancos naturales ya que son fiables y pueden suministrar semilla a los engordadores según sus requisitos y cuando les sea conveniente –a menudo mucho antes en la época de crecimiento que con los bancos naturales. Pueden proporcionar semilla que no está disponible en los bancos naturales, como es el caso de las variedades genéticas con características biológicas mejoradas para su explotación en zonas locales o semilla de bivalvos exóticos. El coste supone la mayor desventaja de la producción de semilla en criadero ya que es más caro criar la semilla en unas instalaciones que recolectarla de un banco natural. Aunque en el pasado los factores económicos probablemente hayan sido la causa del fracaso de algunos criaderos de bivalvos, las recientes mejoras tecnológicas han potenciado enormemente su fiabilidad y su viabilidad económica, puesto que es posible producir semilla a precios competitivos y, de hecho, en algunas partes del mundo, los criaderos constituyen la única fuente de semilla para la industria acuícola comercial. No obstante, aún queda margen para acrecentar la eficacia de los criaderos y aumentar su aceptación como mejor fuente de semilla.

 

La construcción y el funcionamiento de un criadero de bivalvos es una empresa importante y costosa, por lo tanto la fase de desarrollo tiene que estudiarse concienzudamente, de lo contrario estará abocada al fracaso. No existe un plan único para construir un criadero de bivalvos y ponerlo en funcionamiento; de hecho, muchos han comenzado como explotaciones pequeñas y han ido creciendo a la vez que el mercado de sus productos. Los criaderos varían enormemente en cuanto a su diseño, configuración y construcción, en función de las especies cultivadas, objetivos de producción y, sobre todo, de las condiciones locales y las preferencias personales de sus propietarios o de la empresa. En cambio, los elementos básicos son los mismos para cualquier criadero de bivalvos e incluyen un método para acondicionar a los reproductores e inducir la puesta, criar y fijar las larvas, engordar la semilla hasta una talla aceptable, y unas instalaciones para la producción de grandes cantidades de algas para la alimentación en todas las fases del ciclo productivo. Si bien los elementos esenciales son comunes a todos los criaderos, también es cierto que existen variaciones en cuanto a tecnologías y a la eficacia en cada fase productiva, que deben ser mejoradas de forma constante para conseguir que los criaderos sean cada vez más rentables.

 

Esta publicación no se ha concebido como un manual de gestión de criaderos. Existen otros documentos que también describen los criaderos de bivalvos, y muchos se están volviendo obsoletos y no incluyen las mejoras tecnológicas más recientes. Este manual pretende ser una introducción práctica a los elementos básicos de las actividades que se llevan a cabo en un criadero, dirigido a principiantes en este campo. También permitirá a los futuros inversores valorar la posibilidad de construir y gestionar un criadero de bivalvos y entrar en el negocio de producción de semilla para la industria acuícola.

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El manual no está ideado como una publicación científica en el sentido convencional y gran parte del contenido se basa en la propia experiencia del autor, así como en la experiencia acumulada a lo largo de un período de más de 80 años. Aunque existe una extensa bibliografía sobre criaderos de bivalvos, muchas de las publicaciones prácticas tienen una divulgación limitada o están agotadas y sólo están disponibles a través de los servicios especializados de las bibliotecas. Puede ocurrir que muchos lectores no consigan estos documentos y por lo tanto se ha hecho un esfuerzo para que este manual sea lo más completo posible y para garantizar y facilitar su acceso. En lugar de incluir unas extensas referencias bibliográficas en el texto, se ha optado por ofrecer una lista de lecturas recomendadas al final de cada sección del manual para proporcionar otras fuentes de información sobre temas concretos y aspectos relacionados con el funcionamiento de un criadero.

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Índice de ilustraciones

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• Ilustración 1: Producción de bivalvos procedentes de la pesca y de la acuicultura durante el decenio 1991-2000

• Ilustración 2: Comparación de la producción procedente de la pesca y de la acuicultura con la contribución relativa de los principales grupos de bivalvos en 1991 y 2000

• Ilustración 3: Selección de fotografías de criaderos que refleja las distintas dimensiones y los niveles de sofisticación de las construcciones que existen en el mundo

• Ilustración 4: Diagrama de las diversas etapas en el tratamiento del agua de mar para uso en criaderos, desde los conductos de captación hasta los puntos donde se utiliza el agua para las diferentes actividades

• Ilustración 5: Plano general de una planta diseñada especialmente como criadero de bivalvos

• Ilustración 6: Características internas y externas de las valvas de una concha de charla mercenaria, mercenaria mercenaria

• Ilustración 7: Anatomía del tejido blando interno de una almeja del género Tapes

• Ilustración 8: Anatomía del tejido blando de la ostra plana, Ostrea edulis y de la vieira Calico, Argopecten gibbus, visible después de haber retirado una de las valvas de la concha

• Ilustración 9: Anatomía del tejido blando interno de una vieira hermafrodita

• Ilustración 10: Microfotografías de secciones histológicas del ovario de una vieira, Argopecten gibbus, durante la gametogénesis

• Ilustración 11: Representación de las etapas de desarrollo de la vieira Calico, Argopecten gibbus, dentro de un criadero

• Ilustración 12: Microfotografías de dos especies de algas que se cultivan habitualmente en los criaderos, Isochrysis sp. y Tetraselmis sp. Mostrando la diferencia relativa de tamaño celular

• Ilustración 13: Etapas en la producción de algas

• Ilustración 14: El proceso de cultivo de algas con los diferentes insumos necesarios

• Ilustración 15: Incubadoras con control de luz y temperatura para el mantenimiento de pequeños cultivos de algas

• Ilustración 16: Esquema de una cámara de transferencia de cultivos. Autoclave apto para la esterilización de volúmenes reducidos de medios de cultivo

• Ilustración 17: Fotografías que muestran las típicas instalaciones de mantenimiento de inóculos 

• Ilustración 18: Dos sistemas diferentes de cultivo de algas a escala intermedia

• Ilustración 19: Fases en el crecimiento de los cultivos de algas ilustradas con una típica curva de crecimiento para el gran flagelado verde, Tetraselmis suecica

• Ilustración 20: Diagrama de la rejilla marcada sobre una porta de hemocitómetro

• Ilustración 21: Contadores de partículas electrónicas utilizados en los criaderos para registrar la densidad celular en cultivos de algas

• Ilustración 22: El cultivo a gran escala solía hacerse en grandes tanques circulares o rectangulares con iluminación superior

• Ilustración 23: Tanques eficientes de cultivo de algas con 200 l de capacidad, enfriados con agua y con iluminación interna

• Ilustración 24: Ejemplos de sistemas de cultivo de algas con cilindros de fibra de vidrio, células fotovoltaicas y bolsas de polietileno

• Ilustración 25: Relación entre la productividad del sistema de cultivo (rendimiento) y el aporte de energía lumínica

• Ilustración 26: El efecto de la intensidad de luz sobre el rendimiento de Tetraselmis en recipientes de cultivo de 200 l y con iluminación interna

• Ilustración 27: Efectos de la densidad celular postcosecha (PHCD) y del pH sobre la tasa de división celular y la influencia de la salinidad sobre la productividad de cultivos de Tetraselmis sueca

• Ilustración 28: Relación entre la densidad celular postcosecha (PHCD) y el tamaño de célula en cuanto a peso y productividad del cultivo semicontinuo de Tetraselmis sueca

• Ilustración 29: Relación entre la densidad de células poscosecha y el rendimiento a una densidad celular estándar de cultivos de Skeletonema costatum en un sistema semicontinuo con dos intensidades de luz y concentraciones de silicato

• Ilustración 30: Esquema de un sistema de cultivo continuo «turbidostato»

• Ilustración 31: Ejemplos de producción de algas a gran escala en el exterior

• Ilustración 32: Sistema típico de acondicionamiento de reproductores

• Ilustración 33: La anatomía de una vieira Calico (Argopecten gibbus) en plena madurez

• Ilustración 34: Selección de almejas cultivadas habitualmente en criadero

• Ilustración 35: Diagrama que muestra un tanque de circulación continua para reproductores en el que los adultos se mantienen separados del fondo a través de una bandeja de malla y un tanque similar con sistema de filtración bajo gravilla

• Ilustración 36: Ejemplos de diferentes tipos de tanques de circulación continua empleados para el acondicionamiento de reproductores

• Ilustración 37: Un tanque de 120 l para reproductores que contiene 55 ostras de 80 g de peso vivo medio

• Ilustración 38: Desove de una hembra de almeja japonesa

• Ilustración 39: Obtención manual y transferencia de gametos del ostión japonés a un vaso de agua de mar filtrada utilizando una pipeta Pasteur

• Ilustración 40: Anatomía de una ostra plana en desarrollo, Ostrea edulis

• Ilustración 41: Etapas reproductivas de la ostra europea, Ostrea edulis

• Ilustración 42: Aspecto de larvas velíger de Ostrea edulis (175 μm de longitud media de concha) en el momento en el que son expulsadas por el adulto

• Ilustración 43: Acondicionamiento experimental de Ostrea edulis

• Ilustración 44: Obtención manual de larvas en un adulto de Ostrea edulis

• Ilustración 45: Diagrama de la disposición de una bandeja utilizada habitualmente para el desove de bivalvos ovíparos

• Ilustración 46: Adultos de Pecten ziczac durante el ciclo térmico en una bandeja de desove

• Ilustración 47: Esta secuencia de fotografías ilustra el desove de la vieira Calico dioica, Argopecten gibbus, en la Estación de Investigación Biológica de Bermudas

• Ilustración 48: División de los óvulos de Crassostrea gigas unos 50 minutos después de la fecundación

• Ilustración 49: Primeras etapas en el desarrollo de los óvulos

• Ilustración 50: Los huevos fecundados se pueden incubar en agua de mar utilizando diversos tanques durante un período de 2 a 3 días, según la especie y la temperatura

• Ilustración 51: Microfotografía de larvas D de Crassostrea gigas

• Ilustración 52: Recipientes de cultivo apropiados para el desarrollo embrionario (y larvario)

• Ilustración 53: Ejemplos del equipo adecuado para el tratamiento del agua

• Ilustración 54: Desarrollo embrionario desde la etapa de trocófora hasta la de larva D con un desarrollo completo de la concha

• Ilustración 55: Mediciones de larvas: cada larva se orienta y alinea con el retículo ocular calibrado

• Ilustración 56: La disposición de los tamices para captar larvas D de un tanque

• Ilustración 57: El aspecto de casi 5 millones de larvas de la vieira Calico, Argopecten gibbus, concentradas en un tamiz de 20 cm de diámetro y después de haber sido transferidas a un frasco graduado de 4 l, antes de la valoración

• Ilustración 58: Equipo empleado para calcular el número de larvas

• Ilustración 59: Pasos para recoger submuestras de larvas para el recuento necesario en el cálculo de la cifra total

• Ilustración 60: Ejemplo de la hoja de registro diario y del tipo de información que se necesita registrar para poder hacer un seguimiento de un lote o de un tanque de larvas

• Ilustración 61: Drenaje de tanques larvarios estáticos los días de cambio de agua

• Ilustración 62: Control automático experimental de la densidad celular del alimento en cultivos de alta densidad de larvas de bivalvos

• Ilustración 63: Disposición típica para cultivos larvarios con circulación continua

• Ilustración 64: Detalle de la parte superior de un tanque experimental de circulación continua que muestra el filtro tipo «raqueta».

• Ilustración 65: Microfotografías del crecimiento y desarrollo de larvas de ostión japonés, Crassostrea gigas y de la vieira zigzag, Pecten ziczac

• Ilustración 66: Crecimiento comparado de larvas de algunas especies de bivalvos de agua templada

• Ilustración 67: Larvas alimentándose mientras nadan

• Ilustración 68: Crecimiento, desarrollo y fijación de larvas de Ostrea edulis alimentadas a base de varias dietas simples y mixtas

• Ilustración 69: Comparación de lípidos totales como porcentaje del peso seco sin cenizas y la abundancia relativa de varios ácidos grasos muy insaturados (HUFAs) en varias especies de algas

• Ilustración 70: Crecimiento de larvas de Crassostrea gigas, Crassostrea rhizophorae, Mercenaria mercenaria y Tapes philippinarum alimentadas con T-Iso, Chaetoceros calcitrans y una mezcla de dos especies de estas dos algas

• Ilustración 71: Efectos de la temperatura y la salinidad sobre el crecimiento de las larvas de vieira japonesa, Patinopecten yessoensis

• Ilustración 72: Crecimiento de larvas de ostión de mangle, Crassostrea rhizophorae y ostión japonés, Crassostrea gigas a diversas temperaturas y salinidades

• Ilustración 73: Crecimiento de larvas de almeja japonesa, Tapes philippinarum, desde la etapa D hasta la metamorfosis, con tres temperaturas diferentes

• Ilustración 74: Tasa de supervivencia relativa en bioensayos que comparan el desarrollo de óvulos fecundados de ostión japonés hasta la etapa larvaria D en criaderos con agua de mar tratada y agua de mar artificial

• Ilustración 75: Crecimiento comparativo de larvas de ostión japonés durante un período de 6 días a 25 °C en condiciones de criadero y con agua de mar normal y artificial calculado como índice de crecimiento

• Ilustración 76: Índices de crecimiento de muestras de crías de larvas de ostra europea, Ostrea edulis, cultivadas en criaderos a escala de vasos de precipitados

• Ilustración 77: Contenido en ácidos grasos poliinsaturados de huevos de almeja japonesa, Tapes philippinarum, procedentes de reproductores que habían sido alimentados en el criadero con diferentes dietas durante el acondicionamiento

• Ilustración 78: Comparación de la composición en ácidos grasos poliinsaturados de stocks salvajes y acondicionados en criadero de larvas de ostra europea, Ostrea edulis

• Ilustración 79: Relación entre el contenido total de lípidos como porcentaje del peso seco y el porcentaje de huevos de ostión japonés, Crassostrea gigas, que llegan a la etapa de larva D

• Ilustración 80: Relación entre el contenido total en lípidos de huevos de ostión japonés recién desovados y meses del año en dos años diferentes y contenido en clorofila α en el agua de mar sin filtrar suministrada a reproductores en un criadero con un protocolo de acondicionamiento estándar

• Ilustración 81: Relación entre el incremento del crecimiento de larvas de Ostrea edulis en un período de 4 días tras la liberación y contenido total de lípidos en el momento de la liberación de reproductores acondicionados del criadero

• Ilustración 82: Comparación de los incrementos de peso (orgánico) seco sin cenizas y contenido lipídico por larva en relación con la longitud de concha media en larvas de cuatro especies de bivalvos

• Ilustración 83: Microfotografías de larvas de Argopecten gibbus nadando y mostrando el órgano ciliado de alimentación y natación, el velo y larvas pediveliger con ojo de la misma especie 

• Ilustración 84: Comportamiento natatorio de «encadenamiento» (o «embudo») de larvas maduras antes de la fijación

• Ilustración 85: Sistema de telecaptación de ostras ubicado en la Isla de Vancouver, Columbia Británica, Canadá

• Ilustración 86: En este ejemplo se muestra la utilización de láminas de PVC con superficie mate como sustrato para la fijación de semilla de ostra y su colocación en el fondo de los tanques de cultivo larvario

• Ilustración 87: Las larvas pediveliger de Vieira pueden fijarse con densidades de hasta 2 000 por litro en tanques llenos de material de fijación equipados con sistemas estáticos de recirculación o continuos

• Ilustración 88: Bandejas cilíndricas con fondo de malla de nailon empleadas para la fijación de larvas pediveliger de vieira en la Estación de Investigación Biológica de Bermudas

• Ilustración 89: Recepción de un envío de larvas con ojo de ostión japonés envueltas en malla de nailon en un lugar de telecaptación en la Columbia Británica, Canadá

• Ilustración 90: Colocación de tanques en un emplazamiento de la Columbia Británica, Canadá

• Ilustración 91: Sistemas de tanques simples utilizados para engordar semilla sobre el material de fijación

• Ilustración 92: Sistema cerrado de tanques diseñado para semilla de vieira en cilindros con un sistema de circulación de agua descendente

• Ilustración 93: Diagrama que ilustra las diferencias en la circulación de agua en sistemas ascendentes y descendentes para semilla

• Ilustración 94: Sistemas ascendentes y cerrados utilizados para cultivar semilla pequeña de ostra

• Ilustración 95: Clasificación de la semilla utilizando tamices manuales (pantallas) en tanques poco profundos

• Ilustración 96: Módulos de tanques con un sistema ascendente para semilla de mayor tamaño y con sistema continuo

• Ilustración 97: Ejemplo de un producto registrado de pasta de algas, adecuado para sustituir parcial o totalmente las algas vivas cultivadas en criadero y empleadas en el cultivo de semilla de bivalvos

• Ilustración 98: Comparación del crecimiento de semilla de ostión japonés, almeja japonesa y vieira Calico en condiciones similares

• Ilustración 99: Relación entre la ración alimenticia y el crecimiento de semilla de ostión japonés

• Ilustración 100: Comparación del crecimiento de semilla de ostra europea y ostión japonés a 24 ⁰C alimentada con varias raciones de una dieta mixta de Isochrysis y Tetraselmis

• Ilustración 101: Crecimiento y supervivencia de semilla de vieira Calico, Argopecten gibbus, en un período de 6 semanas tras la fijación

• Ilustración 102: Diagrama que resume diversos aspectos de la producción en criaderos y muestra el rango de temperaturas y las necesidades alimenticias diarias por número unitario de animales en cada una de las etapas

• Ilustración 103: Semilleros en tierra y sobre una plataforma flotante

• Ilustración 104: Ejemplos de semilleros en tierra

• Ilustración 105: Datos de un sistema de semillero en tierra con estanques en Nueva Escocia, Canadá, operativo desde principios de mayo hasta finales de octubre

• Ilustración 106: Ejemplos de criaderos sobre plataformas flotantes

• Ilustración 107: Pequeño criadero de sistema ascendente y fabricación comercial que funciona con una bomba de circulación axial en la Granja Ostrícola de Harwen, Port Medway, Nueva Escocia, Canadá

• Ilustración 108: Sistemas flotantes ascendentes que utilizan la energía mareal «FLUPSYS»

• Ilustración 109: Representación del proceso de inducción de la triploidía

• Ilustración 110: Dispositivo que ejerce presión sobre los huevos para evitar que se reduzca el número de cromosomas como resultado de la supresión de la meiosis y experimentos de crioconservación de gametos y larvas de bivalvos