Guía de cultivo de almeja en criadero
1. Prólogo
Esta guía forma parte del proyecto “Transforma acuicultura. Desarrollo y optimización de tecnologías de producción de especies de interés acuícola para su transferencia y divulgación al sector productivo”.
El objetivo es reunir los resultados obtenidos a lo largo de las investigaciones llevadas a cabo sobre el cultivo en criadero de almeja en el centro IFAPA Agua del Pino, tanto de las investigaciones realizadas a finales del siglo pasado, a través del Programa de Formación de la Consejería de Agricultura y Pesca de la Junta de Andalucía y, primordialmente, de los proyectos JACUMAR sobre cultivo de almeja: “Desarrollo de la tecnología de producción y cultivo de almejas” y “Optimización del cultivo intensivo de la almeja e identificación de marcadores genéticos para el seguimiento de las repoblaciones”, ofreciéndose las principales conclusiones alcanzadas entre todas las CCAA participantes: Centre d’Aqüicultura (IRTA de Cataluña), Centro de Cultivos Mariños (CIMA - CPAM de Galicia), Centro de Experimentación Pesquera (DGP-CMRP de Asturias), IFAPA Centro Agua del Pino (CAPyDR de Andalucía) y Servicio de Actividades Pesqueras (DGPA-CGAP de Cantabria).
Las especies de almejas cultivadas en el IFAPA Centro Agua del Pino a lo largo de estos proyectos han sido la almeja fina (Venerupis decussata Linnaeus, 1758), a partir de ejemplares recogidos en los bancos naturales de la ría del Piedras, de la ría del Carreras y del banco natural de la ría de Villaviciosa (Asturias), y la almeja japonesa (Venerupis philippinarum Adams & Reeve, 1850), a partir de individuos de la empresa acuícola Pinillos (Ayamonte).
2. Características generales
Las almejas fina (V. decussata) y japonesa (V. philippinarum) son moluscos bivalvos de la familia Veneridae, y son organismos filtradores bentónicos infaunales (enterrados 15-20 cm), que habitan en la zona intermareal y submareal poco profunda de fondos blandos, arenosos y areno-fangosos, de estuarios y costas.
La concha tiene forma ovalada, con el umbo en posición anterior, formada por dos valvas que se articulan en la parte dorsal mediante la charnela. La superficie externa de las valvas presenta estrías concéntricas y líneas radiales (ambas más marcadas en la almeja japonesa (Fig. 2.1), y en la cara interna, presenta la línea paleal y las impresiones de los músculos aductores. El cuerpo del animal, recubierto por el manto, está formado por un par de sifones, dos pares de branquias, el aparato digestivo (boca, esófago, estómago, glándula digestiva, intestino y ano), la gónada y el pie. Los sifones están separados desde la base, en el caso de la almeja fina (Fig. 2.1), y unidos en toda su longitud en la almeja japonesa, y su gran extensión permite a estas especies vivir enterradas, soportando así mejor los períodos de desecación.
Figura 2.1: Almeja fina y almeja japonesa
Son especies unisexuales, es decir, los dos sexos están separados (aunque esporádicamente se ha encontrado algún ejemplar hermafrodita), no presentan diferencias sexuales en su morfología externa y tienen un ciclo de reproducción anual. La fecundación es externa y la época de desove o puesta en el medio natural varía según la localización geográfica; en la región suratlántica en primavera-verano, siendo más abundante entre mayo-julio (Tirado et al., 2002).
La gónada es un órgano inmerso en la masa visceral (Fig. 2.2) que produce las células sexuales o gametos, cuya estructura y aspecto varía en función de la edad del individuo y de la época del año, y que en plena madurez, ocupa gran parte del cuerpo blando de la almeja. A simple vista, su aspecto en las hembras es de apariencia granulosa, mientras que en los machos presentan una apariencia más uniforme. Aunque el desarrollo de la gónada es un proceso continuo, se pueden distinguir varias etapas: reposo sexual (gónada vacía y sexo indeterminado), desarrollo gametogénico (gónada en proceso de formación de óvulos y esperma), madurez (gónada completa) y puesta (emisión de gametos).
El proceso de producción de esta especie en un criadero consta de las siguientes fases:
Figura 2.2: Anatomía interna de la almeja fina
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el acondicionamiento de los reproductores hasta la obtención de gametos,
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el desarrollo de los embriones y larvas hasta su metamorfosis en semilla, y
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el cultivo de esta semilla hasta que tiene una talla adecuada para su traslado al mar, en donde crecerá hasta alcanzar el tamaño comercial.
Para la realización de todos estos procesos es necesario disponer de agua de buena calidad, convenientemente tratada para eliminar componentes no deseables, y de una elevada cantidad de alimento.
3. Acondicionamiento de los progenitores
La reproducción de los bivalvos en las zonas de aguas templadas está sujeta a ciclos estacionales, por lo que sólo se puede disponer de gametos viables durante un corto período de tiempo. Los criaderos, para optimizar su rendimiento, deben ampliar la duración de este periodo lo más posible, por lo tanto, deben conseguir la maduración sexual de los progenitores fuera de su ambiente y de la época natural de reproducción. Al conjunto de procesos a los que son sometidos los reproductores para conseguir su maduración sexual se denomina acondicionamiento.
Con el acondicionamiento podemos acelerar el desarrollo gametogénico en individuos inmaduros, consiguiendo su madurez sexual antes que en el medio natural o manteniendo la madurez durante un tiempo más prolongado, pero debemos conservar la viabilidad de los huevos y la calidad larvaria. Además, el poder disponer de larvas en periodos fuera de su ciclo natural nos permitirá trasladar las semillas al medio natural para su engorde en el momento en que las condiciones sean más adecuadas, optimizando así su crecimiento y supervivencia. En el acondicionamiento los reproductores son sometidos a una serie de condiciones ambientales modificando fundamentalmente tres factores: temperatura, alimentación (composición bioquímica y cantidad) y fotoperiodo (periodos de luz-oscuridad a las que son sometidos).
Figura 3.1: Captura de reproductores de almeja con rastrillo y canasta
A continuación pasaremos a describir, secuencialmente todos los procedimientos implícitos en el acondicionamiento. El primer paso en un criadero es la obtención y traslado de ejemplares adultos procedentes de bancos naturales o de empresas acuícolas especializadas en su engorde (stock de reproductores). Para que tenga éxito debe realizarse la captura (Fig. 3.1) y transporte de los reproductores con un manejo adecuado, controlando los factores que puedan afectar e influir en su supervivencia: método de captura, tiempo de emersión, cambios de temperatura, etc., así como su estado sanitario, es decir, el estudio patológico previo: los análisis patológicos realizados durante los proyectos nos indican que es de gran importancia este estudio previo de las poblaciones a emplear en el criadero como reproductores.
Las labores a realizar sobre el stock de reproductores son las siguientes:
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selección de individuos escogiendo los que estén en buenas condiciones (individuos de aprox. 2 años), limpieza de las conchas para eliminar el sedimento y los organismos adheridos (epibiontes),
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tratamiento de depuración para disminuir su carga bacteriana al incorporarse a las instalaciones,
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control inicial del lote a acondicionar para conocer su estado de madurez gonadal.
El análisis de la maduración gonadal se basa en los valores del índice de condición y en los estudios histológicos. Los índices de condición relacionan los pesos frescos y secos de la masa visceral y la gónada con el peso fresco y seco total del individuo o de las valvas. En general, todos los índices de condición aumentan conforme avanza el acondicionamiento y, aunque el método más exacto para determinar la madurez de la gónada sea el estudio histológico del tejido gonadal, el más rápido y fácil de usar, al no tener que diseccionar y procesar las almejas, y que además mantiene una progresión constante, es el índice de condición somático (ICS), que relaciona el peso fresco de la vianda (PFV) respecto al peso fresco de la concha (PFC), (ICS=PFV/PFC), obviamente acompañándolo de la observación al microscopio de un frotis gonadal. Este índice en estado de reposo o inicio de gametogénesis presenta un valor entre 0,22 y 0,27 y a medida que avanza el acondicionamiento va incrementándose pudiendo incluso aumentar en un 80%. Dependiendo del estado inicial de madurez de los progenitores se siguen dos técnicas diferentes:
1) si están en reposo o al inicio de la gametogénesis, se lleva a cabo el acondicionamiento,
2) si están maduros, se inducirán a la puesta.
En principio, no se han encontrado diferencias significativas entre las calidades de las puestas obtenidas a partir de estas dos prácticas.
El sistema de estabulación y mantenimiento durante el acondicionamiento es un factor importante que debe ser considerado con el fin de reducir o evitar un estrés que pueda complicar la maduración gonadal. La sala de reproductores se debe situar en zonas tranquilas y evitando zonas de paso. Aunque las almejas son especies infaunales, se pueden mantener sin él, colocadas en recipientes que dispongan de un circuito abierto de agua.
Las condiciones generales que han sido evaluadas para el acondicionamiento son:
a) Agua de mar cruda, es decir, sometida sólo a decantación y filtración grosera.
b) Aireación y renovación de agua: continua, con flujo de agua entre 0,5-1 L/min*Kg)
c) Temperatura del agua: se programará un aumento gradual (aproximadamente 2°C semanales) hasta los 20ºC, partiendo de la temperatura existente en el medio natural cuando los individuos son trasladados al criadero. Una vez alcanzada la temperatura de maduración se mantendrá constante durante el resto del periodo.
d) Recipientes: Pueden ser bandejas o tanques, de fibra de vidrio o de material plástico inocuo de superficie interior lisa, y su volumen puede variar desde 20 L a 200 L, si bien debemos tener en cuenta que sean diseños manejables (Fig. 3.2).
Figura 3.2: Sistemas de estabulación utilizados (bandejas y tanques) en los distintos centros de cultivos de las CCAA implicadas en los proyectos: A: IRTA (Cataluña), B: IFAPA (Andalucía), C: CIMA (Galicia) y D: CEP (Asturias).
Figura 3.3: Tipos de estabulación experimental de reproductores: bandejas (A), bolsas suspendidas en tanques (B), y en up-welling en botellas (C).
e) Densidad: entre 1 Kg y 2,5 Kg de almejas por bandeja o tanque.
f) Dieta: mixta, con varias especies de microalgas, que garantice todo el aporte nutritivo necesario (de 3 a 6 especies distintas).
g) Ración diaria: 6% en peso seco de microalgas respecto al peso seco de la vianda de las almejas.
h) Fotoperiodo: modificación positiva, 12h luz: 12h oscuridad si se quiere adelantar la maduración; o negativa, con más horas de oscuridad (6h luz: 18h oscuridad) si se quiere retrasar.
Con estas condiciones de acondicionamiento se ha conseguido la maduración y el desove, así como adelantar la época de puesta respecto al medio natural. El éxito del acondicionamiento no depende tanto de los aspectos técnicos como son el tipo de tanque o el flujo de renovación del agua, sino que los factores desencadenantes de la madurez son el estado inicial de madurez de los reproductores (que depende de la época del año y área geográfica en que se recolecten) y la temperatura, aunque es fundamental para obtener un desarrollo gonadal y una puesta de calidad, el tipo y calidad del alimento suministrado.
Los mejores meses para iniciar el acondicionamiento en la región suratlántica son desde enero hasta abril, en los cuales podemos alcanzar hasta tres meses de adelanto respecto al medio natural, acortándose el tiempo de maduración según van avanzando los meses. Los acondicionamientos que se inician en el otoño, no llegan a madurar o tardan más de cuatro meses lo que no es rentable para el criadero.
Se garantiza el éxito del acondicionamiento si los reproductores están por lo menos en la fase de inicio de la gametogénesis. Además, a mayor índice de condición inicial, más corto será este período y, a mayor temperatura durante la maduración, más corto es el tiempo necesario para que los reproductores alcancen la madurez sexual, aunque a veces una temperatura muy elevada (mayor de 20°C±1) puede hacer que existan diferencias en el grado de maduración entre los individuos del mismo acondicionamiento.
En cuanto al acondicionamiento según la especie, la almeja japonesa responde en cualquier época del año y no parece verse afectada por el fotoperiodo, mientras que la respuesta de la almeja fina es mala los meses siguientes al desove natural, desde septiembre hasta diciembre, lo que indica que esta especie necesita un período de descanso tras la puesta para poder recuperarse y empezar un nuevo ciclo, respondiendo bien en los acondicionamientos realizados a partir de enero. Además, en almeja fina acondicionada en el IFAPA Agua del Pino se aprecia una influencia del origen y la talla de los reproductores, observándose que individuos procedentes del Cantábrico (Villaviciosa-Asturias) de tallas grandes (43 mm) respondieron mejor que los individuos acondicionados procedentes del Golfo de Cádiz (Isla Cristina-Huelva) de talla menor (36 mm), obteniendo de ellos un mayor número de puestas o desoves.
Los componentes bioquímicos que más se movilizan en los reproductores durante el acondicionamiento son los carbohidratos y los lípidos, disminuyendo y aumentando respectivamente según avanza el acondicionamiento y la maduración de las gónadas. Una mayor cantidad de carbohidratos en los reproductores al inicio del acondicionamiento, conlleva que este periodo sea más corto. Además, los lípidos son los componentes que más diferencias presentan entre los 8 machos y las hembras, siendo estas diferencias mayores según avanza el acondicionamiento y, por lo tanto, según aumenta el índice de condición, dándose los valores más elevados siempre en las hembras (aumentando a la vez el nivel de todos los ácidos grasos: saturados, monoinsaturados y poliinsaturados).
4. Obtención de puestas
Aunque se pueden obtener puestas de manera espontánea, la inducción a la puesta es el procedimiento por el cual las almejas maduras son inducidas a liberar sus gametos como respuesta a un estímulo. Los mejores resultados se han obtenido con la técnica conocida como “choque térmico”, la cual consiste en someter a las almejas a cambios bruscos de temperatura de forma alternativa, los cuales favorecen la liberación de los gametos maduros al medio. Además, se puede complementar la estrategia con la adición de esperma, ya que como los machos suelen desovar antes que las hembras, el esperma sirve también como estímulo para favorecer el desove de éstas.
Durante la duración de los distintos proyectos de investigación, se han ido evaluando diferentes aspectos técnicos de la inducción a la puesta:
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Recipientes para inducción:
Se pueden utilizar distintos tipos de contenedores, desde bandejas de poco volumen y fondo oscuro, hasta tanques de mayor volumen en los cuales se mantiene a las almejas en bandejas en superficie o en el fondo de los tanques (Fig. 4.1). Pero, en general, en recipientes con un volumen de agua pequeño se obtienen peores resultados que en volúmenes grandes o que en los propios tanques de estabulación.
Figura 4.1: Sistemas utilizados en la inducción a la puesta:
A) Bandeja poco profunda de fibra (30 cm), con fondo negro, y poca profundidad de agua (15 cm).
B) Bandeja poco profunda (10 cm) y fondo oscuro.
C) En los propios tanques de acondicionamiento pero con menor profundidad de agua (20 cm).
D) Tanques de fibra (200 ó 1000 L) que se completan con agua y en su superficie se colocan bandejas con fondo de malla, en las que se sitúan los reproductores (Manzi y Castagna, 1989).
Tratamiento térmico durante la inducción a la puesta. Con el choque térmico se han obtenido resultados positivos en el 89% de los casos, siendo un método fácil y económico, pero son importantes para llevarlo a cabo, las siguientes recomendaciones:
a) Es aconsejable mantener los reproductores que se van a inducir las 24-48 h previas en ayuno, y con renovación continua de agua (depurando), para evitar la acumulación de heces y mejorar la calidad microbiológica durante la puesta.
b) La inducción debe llevarse a cabo en una zona tranquila del criadero, evitando factores estresantes que puedan favorecer el que las almejas dejen de sifonier y que la estimulación no de buenos resultados.
c) La exposición previa de los individuos a un periodo en seco (desde 1h a toda la noche) y a temperatura ambiente (18-20°C) favorece el éxito de la inducción; pero si además la temperatura previa es fría (4-6°C), la respuesta a la inducción es más rápida, aunque responden un número menor de individuos. Estos tratamientos previos, en principio, no influyen posteriormente en el desarrollo de los cultivos larvarios, y tampoco se ha observado una relación directa entre las temperaturas empleadas y el resultado de las inducciones.
d) Las diferencias de temperatura en los choques térmicos para que sean efectivas deben de ser, al menos, de 10°C. Los rangos empleados dependerán de la temperatura del medio natural de dónde procedan los reproductores (Norte y Sur de la Península Ibérica (Atlántico) y del Mediterráneo), pero la mínima se situará entre 10ºC y 15°C y la máxima entre 24ºC y 28°C.
e) Las almejas son sometidas a estos cambios bruscos de forma alternativa. Los tiempos empleados aproximadamente son de 20 minutos para el agua fría y de una 1 hora para el agua caliente, en el último cambio se dejan los reproductores en el agua caliente más tiempo hasta que se consigan los desoves.
Figura 4.2: Recogida de puesta espontánea en un tanque de reproductores
f) La respuesta a la inducción se produce con 2 ó 3 ciclos (agua fría - agua caliente) y en las primeras 4 horas de la inducción, por lo que este proceso no debe prolongarse, ya que no se obtendrían puestas óptimas y supondría un sobreesfuerzo y el agotamiento de los reproductores. En algunos casos la respuesta se obtiene en las 24 h posteriores a la inducción de manera espontánea (Fig. 4.2), cuando las almejas están ya en los tanques de acondicionamiento a una temperatura de aproximadamente 20ºC, por lo que se puede optar por realizar la inducción en los propios tanques de acondicionamiento.
Es importante resaltar la relativa facilidad que supone la obtención de gametos por choque térmico en el caso de la almeja japonesa, y la dificultad que implica el desove en el caso de la almeja fina.
La fecundación se puede llevar a cabo en el propio tanque de puesta o se pueden separar los reproductores por sexo tan pronto como se observa que comienzan a desovar; en este último caso a medida que las hembras comienzan a desovar (cúmulos granulosos de ovocitos o huevos) se transfieren a un recipiente individual con agua de mar filtrada y a 26 ºC, realizándose el mismo proceso a los machos (puesta de apariencia lechosa). Si la hembra libera una gran cantidad de ovocitos es necesario traspasarla a un nuevo recipiente, ya que una concentración elevada de huevos en el agua puede inhibir su actividad y además puede comenzar a filtrarlos.
Se deben descartar los lotes de huevos que no adquieran la forma esférica en los primeros diez minutos, o que no sean uniformemente densos o de aspecto granuloso.
Antes de realizar la mezcla de los productos gonadales para la fecundación, los ovocitos se deben lavar pasándolos por un filtro de malla de 60 μm y reteniéndolos en 15-20 μm, y se unen los lotes en buenas condiciones y, por otro lado, los lotes de esperma. Es importante que estos agrupamientos sean de al menos 6 individuos para mantener la diversidad genética. El esperma mantiene su calidad durante los primeros 30 minutos desde su puesta y los ovocitos han de fecundarse antes de 1 hora.
Características de los ovocitos (Fig. 4.3):
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Inicialmente los huevos tienen forma de pera, pero rápidamente adquieren una forma esférica en contacto con el agua de mar.
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Su diámetro presenta una correlación positiva con el tiempo de acondicionamiento (mayor tamaño del ovocito según aumenta el tiempo de acondicionamiento), aunque a partir de los tres meses de acondicionamiento se incrementa su dispersión (heterogeneidad).
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Su composición bioquímica general no presenta diferencias importantes entre las distintas puestas, solamente en carbohidratos, sin que se observe una relación con su posterior éxito en el cultivo.
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En cuanto a su composición en ácidos grasos presentan valores elevados de ácidos grasos saturados (SAT), sobre todo el 16:0, destacando también el contenido en ácidos. grasos monoinsaturados (MUFA) y el alto contenido de ácidos. grasos poliinsaturados (PUFA) ω3, siendo estos últimos fundamentales para un desarrollo embrionario y larvario óptimo (incluyendo EPA (ácidos eicosapentaenoico, 20:5n-3) y DHA (ácidos. docosahexaenoico, 20:6n-3)).
Figura 4.3: Ovocitos y huevos fecundados
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No se han observado diferencias en la composición de ácidos grasos entre los ovocitos de puestas que posteriormente tuvieron éxito en su cultivo y los que sufrieron altas mortalidades.
La fecundación se realiza añadiendo 2 ml de la suspensión de esperma por cada litro de suspensión de ovocitos (4-10 espermatozoides por ovocito), hay que aplicarle al contenedor donde se efectúa la fecundación una aireación suave que mantenga los huevos en suspensión y controlar que la cantidad de esperma no sea excesiva para evitar la poliespermia) así como controlar la evolución de la fecundación al microscopio (60-90 minutos serán suficientes para la fecundación).
5. Incubación y cultivo larvario
La incubación es una fase primordial del cultivo que incluye el desarrollo del embrión desde el huevo (ovocito fecundado) hasta la formación de la larva D, larva natatoria gracias a un órgano llamado velo (larvas véliger), y que tiene una duración de 24-48 h, pudiéndose llevar a cabo en los propios tanques de puesta, lo que implica que la fecundación y el desarrollo se dan en un medio más contaminado porque engloba todos los restos de la puesta, o incubar los huevos en tanques de 50 a 200 l, de fondo plano o tronco-cónico (Fig. 5.1), a una densidad de 20-80 huevos/ml y usando agua tratada (filtrada por una luz de malla de 0,45-1μm) a 20°C, lo que conlleva una mayor manipulación de los embriones (filtrado y traspaso).
Fig. 5.1: Tanques de incubación y cultivo larvario: fondo plano (200 l) y cilindrocónico (150 l), respectivamente.
A partir de la larva D, el cultivo larvario evoluciona pasando por las diferentes fases de larva véliger hasta la larva competente que va a sufrir la metamorfosis, proceso que se prolonga durante 3 ó 4 semanas (Fig. 5.2). Este periodo de transformación de una larva nadadora en una postlarva sésil (asentada en el fondo) es lo que determina el final del cultivo larvario.
Las primeras fases del cultivo (desarrollo embrionario y larvario) son críticas, ya que son altamente sensibles a las infecciones bacterianas y virales y presentan mayores mortalidades que las fases posteriores de postlarva y semilla, por lo tanto el éxito dependerá, en buena medida, del desarrollo de la embriogénesis y de la metamorfosis a postlarva.
Figura 5.2: Larvas véliger: larva D (100μm), larva umbonada (180μm) y larva pedivéliger (220μm), respectivamente.
Durante el cultivo larvario un factor fundamental es la cantidad de agua y energía que se necesita para llevarlo a cabo, el protocolo de cultivo a seguir, con independencia de las variaciones propias en función de la infraestructura disponible en cada criadero, sería el siguiente:
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Agua de mar: sometida a filtración hasta 1 - 0,45 μm y esterilizada (UV).
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Renovación del agua: tres veces por semana en un sistema de cultivo cerrado o continua (1 renovación diaria) en un sistema de cultivo abierto.
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Tipo de tanque: son apropiados tanto los tanques troncocónicos (de 200 - 2000 L) como los tanques cilíndricos de fondo plano (150 L), de polietileno o de fibra de vidrio (Fig. 5.1 y 5.3). En general, no se han observado diferencias en el crecimiento y supervivencia entre los distintos modelos de tanques, aunque los de polietileno al ser más livianos y de superficie más pulida, son más eficientes y fáciles las tareas de limpieza y desinfección.
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Densidad larvaria: en general, los cultivos a menor densidad tienen una mayor supervivencia, aunque no se ha observado una relación clara entre la densidad inicial y la supervivencia en el momento de la fijación; de todos modos, lo importante es ajustar la densidad para que el equilibrio entre supervivencia y rentabilidad ofrezca una viabilidad del cultivo. La densidad más habitual usada en ensayos con resultados positivos estaría entre 5-10 larvas/ml.
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Temperatura de cultivo: valores entre 20-22°C para la almeja japonesa y 18-20°C para la almeja fina son los más recomendables.
Fig. 5.3: Tanques de cultivo larvario cilindrocónicos (500 – 2000l)
En el caso de la almeja fina, no se han comprobado diferencias notables entre temperaturas, si bien el crecimiento de las larvas fue menor cuanto más baja, aunque hay que tener en cuenta que un aumento de la temperatura conlleva una aceleración del metabolismo y las larvas pueden no acumular suficientes reservas energéticas para el momento de la metamorfosis (punto crítico en el cultivo larvario de la almeja), además, los aumentos de temperatura conllevan un mayor desarrollo bacteriano y un incremento del coste energético de la instalación.
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Salinidad: 32-36‰.
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Aireación: continua.
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Alimentación: La dieta no debe ser monoespecífica, sino una mezcla rica y variada de especies de microalgas, obteniéndose los mejores resultados si se tiene como base fundamental de la dieta larvaria un aporte de Isochrysis galbana (clon T-iso) y Chaetoceros sp.
El valor alimenticio de un alga viene determinado por su composición bioquímica, su ingestibilidad y su digestibilidad. Los diferentes sistemas de cultivo de fitoplancton (Fig. 5.4) hacen que los resultados de los cultivos larvarios sean también distintos, ya que cada uno proporciona microalgas con distinta calidad nutritiva y microbiológica, y estas diferencias no son sólo a nivel de sistemas de producción, sino también dentro de las diferentes instalaciones.
En general, los mejores rendimientos en los cultivos larvarios durante la realización de estos proyectos se han obtenido, en nuestro centro IFAPA Agua del Pino, con fitoplancton procedente de botellón (6 L) cultivado en cámara isoterma (cuyos contenidos totales en lípidos, como porcentaje de peso seco sin cenizas, y su abundancia relativa en varios ácidos grasos altamente poliinsaturados (HUFA) se muestra en la figura 5.5); mientras que en otros centros se han obtenido tanto con estos como con cultivos en sistemas continuos a gran escala. Por lo tanto, es primordial que cada criadero realice un control de calidad, así como microbiológico, de su fitoplancton en los diferentes sistemas de producción utilizados.
Figura 5.4: Cultivo de fitoplancton en botellón y bolsas en cámara isotérmica y cultivo continuo en cámara e invernadero.
Figura 5.5: Comparación de composición bioquímica y de abundancia relativa de HUFAs de las especies de microalgas utilizadas como alimento durante el cultivo larvario.
Ración de alimento: para calcular una ración con varias especies, como las distintas microalgas varían entre sí tanto en tamaño como en masa y volumen celular, se debe realizar una equivalencia entre especies, la cual basada en el volumen sería: 1 célula de Isochrysis galbana, T-Iso o Pavlova lutherii = 0,1 células de Tetraselmis sp, ó 0,75 células de Chaetoceros sp.
La ración es de 50 células (en equivalentes de T-Iso)/μl la primera semana, 80 cél (equiv.T-Iso)/μl a partir de la segunda semana (130 μm de talla) para cultivos a densidades de 5 larvas/ml.
Durante el cultivo larvario, el consumo de fitoplancton va aumentando progresivamente hasta que se aproxima el proceso de la metamorfosis y la fijación de las larvas (a partir de los 21 días de cultivo), momento en el cual el consumo se reduce a valores parecidos a la segunda semana de cultivo, para incrementarse de nuevo posteriormente.
La dieta no debe ser inferior a 40 cél (equiv. Iso)/μl durante la primera, ni a 60 cél (equiv. Iso)/μl a partir de la segunda semana, ya que aunque durante el cultivo larvario no se aprecien diferencias, una ración menor disminuiría el crecimiento y la supervivencia en la fase de semilla en función de la concentración de alimento que se les ha suministrado en la etapa larvaria.
En cultivos a densidades altas (>8-10 larvas/ml) se debe administrar una mayor cantidad de alimento, con bomba peristáltica en continuo o en dos dosis (la primera en el momento del cambio y limpieza de los tanques y la segunda en las siguientes 24 horas).
Como el rendimiento larvario no es bueno con un exceso de alimento en el cultivo, significaría que un único aporte de la ración para dos días haría que la densidad de las microalgas estuviera muy por encima de la tasa de consumo eficiente de las larvas, lo que puede ocasionar enfermedades bacterianas y afectar a las larvas que ya padecen el estrés de la alta densidad.
Aunque las larvas de almeja fina deben alimentarse desde larva D, en caso de necesidad son capaces de soportar el ayuno durante los cuatro primeros días del desarrollo larvario, sin que ello suponga un perjuicio para el cultivo y pudiendo recuperar su condición una vez que se inicie la alimentación.
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Adición de antibióticos: Los antibióticos probados (florfenicol, ampicilina,…) parecen disminuir la mortalidad durante la primera semana de vida larvaria (a un 0-10%), aunque con su uso parece que los cultivos se prolongan algo más en el tiempo. Si bien, conseguiremos que haya una mayor cantidad de larvas que se enfrenten al proceso de metamorfosis (fase más crítica del cultivo). El efecto del antibiótico en el cultivo larvario se refleja en que controla los vibrios en el agua de cultivo, pero no en las larvas, ni en el recuento de bacterias heterótrofas totales del cultivo. Es importante tener en cuenta que el uso de estas sustancias conllevará unos controles veterinarios (requisitos reglamentarios de su empleo: finalidad, dosis,...), control de sus residuos, etc.
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La especie que mayor dificultad presenta para su cultivo larvario es la almeja fina, presentando elevadas mortalidades (incluso del 100%) en las fases conflictivas de embriogénesis y metamorfosis, aunque se ha observado que las larvas D que presentan un mayor contenido en lípidos totales alcanzan mayor supervivencia larvaria (aunque no se ha observado esta relación respecto a la composición de ácidos grasos), por lo tanto será esencial la calidad en la alimentación de los reproductores para obtener un mayor éxito en la fase larvaria.
6. Cultivo postlarvario
El cultivo postlarvario se desarrolla desde la metamorfosis hasta la talla de 0,5-1 mm, lo cual se prolonga durante 3-4 semanas.
Al inicio de esta fase de cultivo las almejas tienen un tamaño de 240 μm, se introducen en contenedores (cilindros, tambores o bandejas) con fondos de malla plástica colocados en tanques de 200-2000 L en circuito cerrado, aunque también se pueden situar inicialmente en los mismos tanques larvarios (Fig. 5.1, 5.2 y 6.1).
Figura 6.1: Sistemas de cultivo larvario: tanques de distinto volumen (de 200 - 1000 l), con recipientes para mantener a las postlarvas (cilindros o tambores) con fondo de malla plástica y con sistema de recirculación de agua descendente.
La renovación y limpieza de los tanques se realiza tres veces por semana, efectuando desdobles de los cultivos según van creciendo las postlarvas usando fondos de luz de malla mayor (150, 240, 500 y 700 μm).
El agua de cultivo tiene un tratamiento similar a la del cultivo larvario, pero el tanque posee un sistema de recirculación de agua descendente a través del contenedor, provocado por la inyección de aire en la parte inferior de un tubo de PVC conectado al contenedor forzando un flujo de agua y aire ascendente (“air-lift”), con entrada de agua en los contenedores desde arriba, por lo que el
La alimentación debe ser variada y añadida diariamente. La ración de alimento inicialmente es de 100 cél.(equiv.Iso)/μl de una mezcla de Isochrysis T-iso, Chaetoceros sp. (u otra diatomea) y T. suecica, incrementándose a medida que
crecen las almejas, es importante observar el color del agua del tanque antes de realizar los cambios porque nos va a indicar si hay un exceso o una falta de alimento y podremos ajustarlo. La producción de fitoplancton va a ser el principal coste de un criadero.
agua circula dentro del tanque de forma continua, manteniendo las condiciones adecuadas de oxigenación y drenaje en los contenedores donde se encuentran las almejas (Fig. 6.2).
La densidad de cultivo en esta fase debe ser de 100 - 200 ind./cm².
Fig. 6.2: Sistema de recirculación de agua descendente en tanques de cultivo de postlarvas con bandejas.
A partir de las 500 μm y hasta alcanzar la talla de1 mm, las condiciones de cultivo pueden no ser tan estrictas, con agua de cultivo con un menor tratamiento (menor filtración y temperatura controlada o ambiental), en tanques de mayores dimensiones (1000 - 3000 L).
A partir de esta fase de cultivo se puede realizar a las almejas un lavado a base de agua dulce para la eliminación de los organismos (bacterias, etc.) adheridas a sus valvas, en el caso de estar muy afectadas se puede realizar un baño en soluciones con lejía o ácido acético (1‰) durante 1 minuto.
Los resultados obtenidos siguiendo este protocolo para los cultivos postlarvarios de V. philippinarum son mejores en cuanto a supervivencia (75-100%) a los del cultivo larvario, pero son muy variables para V. decussata, que oscilan entre el 10% y el 100%, ya que en esta especie se pueden producir mortalidades elevadas en cualquier etapa del cultivo.
7. Cultivo de semilla en criadero
Esta fase de cultivo es la que tiene un protocolo menos normalizado entre los criaderos, ya que la talla, tanto de comienzo de esta fase como de finalización, varia de unos centros a otros, comenzado normalmente entre 500 μm y 1 mm y finalizando entre 750 μm y 4 mm, lo que dependerá de las condiciones e instalaciones de cada unidad de producción, trasladándose a partir de esta etapa al exterior para realizar un preengorde previo a su siembra en suelo.
Las almejas se reubican en tanques o piscinas de mayor volumen (2000-5000 L ) (Fig. 7.1), con agua de cultivo sometida a un menor tratamiento (menor filtración y temperatura controlada o ambiental) y en circuito abierto (1 renovación diaria).
Fig. 7.1: Tanques de cultivo de semilla con cilindros con sistema de recirculación de agua ascendente.
En esta fase sería importante introducir sistemas de recirculación (RAS), así como el uso de tratamientos de agua diferentes (biofiltros,…) para poder aumentar la biomasa cultivada y reducir los gastos de mano de obra y energía.
Los individuos se introducen en cilindros con fondos de malla con un sistema de recirculación de agua ascendente a través del contenedor. Este flujo de agua que atraviesa la capa de almejas desde abajo, evita que se fijen a la malla, que formen cúmulos grandes entre ellas (Fig. 7.2) y que se acumulen las heces, además de favorecer el paso del agua y alimento entre los individuos.
La densidad de las semillas en esta fase se expresa como peso respecto a volumen siendo inicialmente de 400 g/m³ y se realizarán los desdobles al alcanzar un máximo de 1000 - 1200 g/m³. En los desdobles es importante realizar la clasificación y redistribución por tallas en los contenedores para mejorar la gestión del semillero.
La alimentación debe ser abundante y variada, por lo que el cultivo de fitoplancton debe provenir de cultivos en bolsas grandes, de tanques de gran volumen o de cultivo continuo, suponiendo un gasto importante en este tipo de instalaciones.
La ración de alimento debe administrarse diariamente y, a poder ser, de forma continuada, pero no debe ser excesiva porque las almejas producirían pseudoheces (desechos de alimento expulsados, pero no digeridos).
La supervivencia es bastante alta, ya que la semilla es menos frágil que las larvas y postlarvas ante los patógenos, pero se pueden dar tasas de mortalidad puntuales.
La duración de esta fase de cultivo será muy variable, ya que dependerá de la talla inicial y final, pero estaría en una media de 30-40 días si se trasladan al exterior pronto y 90 días cuando salen al exterior con más talla.
Figura 7.2: Semillas de almeja con biso entre ellas formando aglomeraciones
8. Control microbiológico
El control sanitario de los criaderos de moluscos bivalvos es fundamental para obtener una semilla de calidad con la que poder acometer programas de repoblación o para su engorde en el medio. El estudio de los circuitos de agua; de los reproductores, larvas y semillas, y el conocimiento combinado de los datos de los cultivos y de su control microbiológico en sus diferentes etapas nos permitirá conocer cuáles son las posibles vías de contaminación:
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Control de los circuitos de agua
Uno de los factores más importantes que condicionan el funcionamiento de una planta de cultivo es la calidad del agua de mar empleada, por lo que es básico un examen microbiológico que permita conocer la carga bacteriana del agua, así como la efectividad de los tratamientos a que se somete para reducirla. En primer lugar es necesario establecer con detalle el circuito y determinar los puntos críticos en función de los tratamientos (filtración, radiación ultravioleta, calentamiento,...) en las diferentes secciones del criadero, así como de los tramos de tuberías de conexión (Fig. 8.1).
Figura 8.1: Esquema del tratamiento del agua para el cultivo de algas y moluscos en el centro IFAPA Agua del Pino
Según los resultados obtenidos podemos concluir que la reducción del tiempo de residencia en los tanques de reserva intermedios, la limpieza de las tuberías y la eliminación de zonas muertas son cruciales para una buena calidad microbiológica del agua, así como la importancia de realizar un buen mantenimiento a los filtros de cartucho, ya que si no se limpian y se cambian en el momento adecuado, pueden convertirse en un punto de acumulación de bacterias, tanto heterótrofas marinas, como vibrios (al que pertenecen la mayoría de los patógenos de bivalvos), que se incorporarán al sistema y, además, que la combinación de filtro de cartucho-radiación UV reduce sólo ligeramente la carga media de bacterias heterótrofas marinas y con respecto a los vibrios sus resultados son irregulares, llegando a ser incluso sus valores superiores a los obtenidos para los puntos sin este tratamiento adicional. Esta falta de eficacia puede ser debida al caudal de agua que pasa por la lámpara, que si no es adecuada a sus características la radiación emitida no será efectiva, o por el desarrollo de poblaciones más resistentes (efecto más preocupante de este tratamiento).
Control del fitoplancton, los reproductores y los cultivos larvarios
Además del seguimiento rutinario en los circuitos de agua, se debe llevar a cabo un examen de la flora microbiana asociada a las diferentes fases del cultivo que se engloban en un criadero de almejas: estabulación de reproductores, cultivos larvarios, postlarvarios y de fitoplancton.
Los cultivos de microalgas son el alimento utilizado para reproductores, larvas y semillas de almejas. El fitoplancton suministrado, teniendo en cuenta que no todo proviene de cultivos estériles, es una importante vía de entrada de bacterias en el sistema, con el riesgo de introducir potenciales patógenos y, por lo tanto, se deben extremar las condiciones higiénico-sanitarias en la manipulación de estos cultivos. A lo largo de los estudios realizados se ha observado que los recuentos son inferiores o nulos en el fitoplancton cultivado en matraces o botellones respecto a las bolsas de cultivo (Fig. 5.5), esto se debe a que el agua de los primeros s, además de los tratamientos de filtración, es esterilizada en autoclave, y en los criaderos donde se ha utilizado fitoplancton en cultivo continuo, estos han mostrado también una mejora sustancial en la calidad microbiológica respecto a las bolsas cultivadas en sistema cerrado. El seguimiento microbiológico de las microalgas nos aporta, además, información sobre la gestión del alimento del criadero por ejemplo, renovando las cepas usadas como inóculos cuando fuera necesario.
Otra fuente importante de entrada de bacterias a las instalaciones es por los propios reproductores. Según el origen de los reproductores la carga bacteriana es diferente, siendo incluso los reproductores que llegan al criadero, la causa de mortalidades en los cultivos larvarios. Los tratamientos de depuración de reproductores previos al acondicionamiento y antes de la inducción a la puesta son imprescindibles, ya que rebajan su carga bacteriana, mejorando así el rendimiento de las puestas y por ende de los cultivos larvarios.
Los cultivos larvarios presentan, en su inicio, una alta concurrencia de bacterias y vibrios, descendiendo posteriormente para presentar un repunte en la fase de fijación y metamorfosis. Analizando los controles bacteriológicos de varias experiencias de cultivo larvario y contrastándolos con las supervivencias, unos recuentos altos de vibrios (≥10³ unidades formadoras de colonias por ml (ufc/mL)), dan como resultado que las larvas no completen el desarrollo. El uso de antibiótico en los cultivos larvarios elimina los vibrios en el agua de cultivo aunque su carga de bacterias marinas totales no muestra diferencias importantes, sin embargo, este efecto no se observa en la microbiota de las larvas, ya que siguen presentando vibrios, por lo que es importante controlar el uso de antibióticos, ya que se puede desarrollar resistencia a los mismos. En esta fase de cultivo se debería permanecer por debajo de un umbral de bacterias (10⁴-10⁵ ufc/mL), ya que hay algunas bacterias que sí pueden ser beneficiosas para los cultivos, por ejemplo, una fina película microbiana sobre la superficie que puede mejorar la fijación.