Patología en acuicultura
Fig, 1. Anyloodlnium ocellaturn. 1: Trofonte, 2: dinospora, DA, disco adheal. ve. ES. estigma; 10, flagelo; OS, granules de almidderx N. núcleo. Ji, r1zokleA ST, estomopodio: VD, escuela digestiva. (Según NIGRE11.1, 1938).
Fig. 2. Arnyloodinlum ocellatum. Trofontes unidos a la aleta caudal de una postlarva de Sparus aurata Sin Unción. x490. (Según PAPEIINA, 1980).
Fig. 3. Filamento branquial de Sparus aurata infectado por Amyloodinium ocellatum, con hiperplasia epitelial y (Ladón de las laminillas 0, trofontes de A ocellatum; F, laminillas branquiales fusionadas (H H & E X 360). (Begün PAPERNA, 1960).
Fig. 4. Ichthyobodo (→Costa) necatrix 1: Vista lateral; 2: vista ventral. FA, flagelos anteriores; FP, flagelos posteriores; N, núcleo con nucléolo; SO, surco ventral; V, vacuola contráctil. (Según OLEMN, 1977).
Fig. 5. Dermocystidium sp. De las branquias de Salmo Trutta fario Escala: 20 µm. (Original)
Fig. 6. Ejemplares juveniles de salmos del Atlántico con la pared abdominal separada para mostrar la lesión gaseosa producida por Dermocystidiurn. Escala: 1.0 cm (Según MCVICAR y Woornoi, 1980).
Fig. 7. Chilodoncella sp. Esquema del parásito. (Según Kmnint et al., 1988).
Fig. 8. Broocklynella hostílis. Tincion con H & E Próximos al macronucleo oval hay varios nucronucleas pequeños. La estructura en arco es el organelo secretorio adhesivo. Escala 20 µm (Según Lou, 1984).
Fig. 9. Ichthyophthirius multifillis. Ejemplar maduro con el típico macronúcleo en forma de herradura Sin Unción. Escala: 50 µm. (Original).
Fig. 10. Ichtyophthirius multifillis. Esquema del ciclo vital.
Fig. 11. Pez con Infección por I. multitiliis Se observan claramente sobre la piel las manchas blancas que contienen uno o mas trofozoitos. (Según Post 1983).
Fig. 12
Figs. 12-13. Efectos histopatológicos de I. multifillis 12: Epitelio mucoide proliferativo rodeando a un trofonte unido al tegumento faringeo de una anguila (experimental ) x273. 13: Lisia de las células epiteliales (flechas cortas) bordeando un trofonte en la piel de siluro africano juvenil (experimental). Obsérvese la superficie epitelial escarificada. Mu, células optelíales. X 582. (Según VrICTURA y PAPER1i& 1988).
Figs. 14-15-16. Trichodina sp. de las branquias de Dicentrarchus labrax. Fotomicrografias en fresco. 15: Vista lateral 16: Disco basal adhesivo. 17: Cara atora' mostrando la espiral adoral Escala. 20 µm (Original)
Fig. 17. Trypanasoma sp. Esquema del parásito. E flagelo; KP, kinetoplasto; MO, membrana ondulante; N, núcleo (según BPX2C104 1977).
Fig 18. Trypanosoma sp. Esquema del parásito. FA, flagelo anterior, FP, flagelo posterior, OC, gránulos cromofilicos N, núcleo; KP, kinetaplasto; 1(8, M-netosoma; MO, membrana ondulante. (Según BEOCIO. 1977).
Fig. 19. Haemogregarina bigamias 1: Pequeño merozoito libre en el plasma sanguíneo; 2-5: estadios Intraleucociticos que comienzan con un merozoito en división (2) que da lugar a 9 merozoitos; 6-7: Trofozoito intrearitroblestico que se divide en 2 gametocitos; 8: gametocitos desarrollados dentro de un eritroblasto. (Según LAIRD, 1953).
Fig. 20. Haemogregarina catostomi. Parásito intraeritrocitico
Fig. 21. Cryptobia fubilans. Forma libre en vista lateral. FA, flagelo anterior; FR, flagelo recurrente; K, kinetoplasto; N, núcleo; R, -rostro. (Según Kova, 1984).
Fig. 22. Nexamita salmonis A. Axostilo; BB, cuerpos basales; FA, flagelos anteriores; FP, flagelos posteriores N, núcleo. (Según Binas. 1977).
Fig. 23. Infección por Nexamita salmonis. El pez muestra inflamación del tracto digestivo. emaciación y anemia
Fig. 24. Estadios de desarrollo de Eimeria variabilis en los ciegos pilóricos de Cottus bubalis 1: merozoitos; 2: microgametocitos 3: macrogameto; 4 zigoto comenzando la esporulación; 5.7: la esporulación termina con la formación del ooqulste con 4 esporocistos. Escala 20 µm. (Según Dama 1978).
Fig. 25. Eimeria leucisci en un corte de riñón de Barbus barbus bocagei. Túbulos parasitados con ooquistes esporulados o en esporulación y el epitelio total parcial o totalmente destruido. Escala 20 µm. (Original).
Fig. 26. Eimeria sp. Ooquistes (esporulado y en esporulación) en una extensión en fresco de la mucosa intestinal de Dicentrarchus labrar Escala 20 µm (Original).
Fig. 27. Muges anomala Representación esquemática de parte de un xenoma. A. capa de células de GSM° conectivo, producto de la respuesta del hospedador, E, pared refrectil del xenoma, C, membrana celular del xenoma, I), capa periférica del xenoma con aumento de la actividad pinocitica, E, citoplasmas de la célula hospedadora; F, G y H, división de los estadios uninucleados y grandes merontes de Muges,. 1, núcleo de la célula hospedadora; J, meronte redondeado; K-F. esporonte comenzando la esporogoma dentro de las vesículas esporoforas y produciendo esporas (Q); R. la pared de la vesícula esporófora se rompe y las esporas (T) se acumulan en el espacio central (8) del xenoma Flecha: estadio inicial de la formación de la pared de la vesícula esporófora (Según Lo& 1984).
Fig. 28. Quistes de Glugea anomala en un espinoso.
Fig. 30. Pleistophora sp. De la gónada de Chondrostoma polylegis. Esporas en fresco: Escala 20 µm (Original).
Fig. 29. Corte histologíco del testículo de Leuciscus cephalus cabeda infectado por Pleistophora sp. Se observan macro y microesporas, formadas y en formación, dentro de los correspondientes panesporoblastos (H & E). Escala 50 µm. (Original).
Fig. 31. Esquema de la formación de una espora de mixosporido según el modelo de Myxobolus cerebralis
Fig. 32. Trucha juvenil infectada por Myxobolus con pigmentación mas oscura del área caudal
Fig. 33. Myxobolus tauricus de la vesícula biliar de Barbus barbus bocagel. Esporas en fresco. 20µm.
Fig. 34. Lesiones producidas por Ceratomyxa shasta en pequeños Salmones coho
Fig. 35. Ceratomyxa sp. de la Dicentrarchus labrax. Esporas en fresco. Escala 20 µm (Original)
Fig. 36. Quistes de Henneguya psorospermica en el tejido branquial, que pueden limitar la capacidad respiratoria del pez.
Fig. 37. Kudor sp. Esquemas de una espora en vistas apical (1) y lateral (20 Escala 10 µm
Fig. 38. Corte en parafina de un riñón de Salmo gairdnerl infectado por PKD. PXX multicelular en un vaso sanguino renal (H er E). PN: nuculeo de la célula primaria. D: Células hipa Escala 10 10 µm (Según Kitirr EP HEDIUCH, 1988).
Fig. 39 PKD. Aspecto de la enfermedad a simple vista Los síntomas típicos incluyen palidez e inflamación branquial, riñón pando y edematoso y palidez del Fugado (Según CLUZYMN-HAD:27 et al., 1984)
Figs. 43-44. Diplectanum sp. Ejemplares juveniles de la piel Dicentrarchus labrax. Escala: 20 µm
Fig. 42. Diplectanum aequans. Esquema del verme en vista ventral
Fig. 41, Esquema de Dactylogvrus en vista ventral. I.C. lóbulos cefálicos; 0, ojos; F. faringe; PA, pieza accesoria; C, cirro; RP. reservorio prostatico; VS, vesícula seminal; V, vagina; VD, vaso deferente; CV, ovario; Cl. ciego Intestinal; TS. testículo; VP, v1181~9118; ()M. gancho marginal; EN, barra ventral (vestigial); Sri, barra dorsal; HD, hamulus dorsal: 11V, hamulus ventral (vestigial). (Según Beneurir.Bini, Ton. 1984).
Fig. 45. Esquema de Microcotyle mostrando los caracteres genéricos
Fig. 46. Infestación por Allobivagina sp en las branquias de Siganus furtiva (x 18) flecha Indica los vermes. (Según PAPEKBA et al.. 1984).
Fig. 47. Hiperplasia del tejido banal del filamento branquial a nivel de la fijación de Diplectanum aequans en Dicentrarchus labrar (Según OLIVER, 1977).
Fig. 40. Gyrodactylus unicopula de la platija de Loch Ewe. Escocia. LC, lóbulo cefálico, GC, ganglio cerebral; F. faringe, C, cirro; EM, embrión; OCA. glándulas de la cascara, TS. testículo; OV. ovario, VT, vitelogenas, HA, haptor. (Según MACKFli Z1E, 1970).
Fig. 48. Posibles modelos de ciclo vital de los digéneos parásitos de peces
Fig. 49. Diplostomun spathaceum Ejemplar aislado del cristalino de una boga fotografiado in vivo. Escala 50 µm. (Original)
Fig. 50. Catarata parasitaria en una trucha arco iris infestada por larvas Diplostomum spathaceum
Fig. 51. Sanguinicola inermis 1: huevo no embrinado; 2: huevo embrionario: 3: verme adulto. B. esófago; 1. intestino, TB. testículo; OV, ovario. (Según Xautreacifass. en Van Rep. 1973).
Fig. 52. Hemiurus Communis. Esquema del verme en vista ventral. (En Mol, iza y An nene. 1983).
Fig. 53. Posibles modelos de ciclo vital
Fig. 54. Ligulosis en brema (Abramis brama)
Fig. 55. Diphyllobothrieum. 1: Escolex del verme adulto; 2: corte transversal del escolex; 3: proglotis maduro;
4: proglotis gravado; 5: procercoíde, 6: plerocercoide. B, botrio; AG, atrio genital común; U, útero; Vr, vitelogenas OV, ovario; OVD, oviducto, V, vagina, TS, testículos VD, vaso deferente; C, cercomero con los ganchos de la oncosfera. (Según Cesrar, 1977).
Fig. 56. Caryophyllaeus sp. 1: Esquema de la organización general_ 2: Fotomicrografia del escolex. ES, escolex; TS, testículos; VT, vitelogenas; CD, canal deferente; SC, bolsa del cirro; PU. poro uterino; OV, ovario. (Según Knomm et al., 1988).
Fig. 58. Capillaria sp. Del intestino de una trucha común. Esquema de los extremos cefálico y caudal de un macho (Original)
Fig. 62. Requema de la organización general de un acantocefalo. P, proboscide R. receptáculo: lemnisco; G. ganglio basal; SC, saco ligamentario; M, músculos; TS, [estatuto; GC, glándulas copulado-rea BC, bolsa caudal. (Según Ranataz et al., 1985)
Fig. 57. Posibles modelos de ciclo vital de los nematodos parásitos de peces
Fig. 59. Características de los anisakinos larvarios mas Importantes de peces marinos. (Según MYtHS, 1975, modificado por RIME, 1984).
Fig. 60. Porción del hígado de un pez gadoide fuertemente infestado por larvas de Anisakis encapsuladas. Escala en mm. (Según Serra y Woorrnr. 1978).
Fig. 61. Granuloma con larvas de Raphidascaris acus en la submucosa del Intestino posterior de una trucha común con, fuerte reacción fibrosa e infiltración leucocitaria. Escala: 0.2 mm (Original).
Fig. 63. posibles modelos de ciclo vital de los Acantocéfalos parásitos de peces
Fig. 65. Piscicola geometra . O, ojos VP, ventosa posterior
Fig. 64. Pomphorhynchus laevis en el Intestino de un leucisco. la proboscide esta Introducida en la pared Intestinal. (SegunIshuumuuylhieernm1978).
Fig. 66. Piscicola sp. puede producir serios danos a los peces jóvenes en Infestaciones intensas. (Foto cortesía de Rayar. BlolVersuctianstalt, en Posr, 1983).
Fig. 67. Lernaes elegans Extremo cefálico mostrando los procesos a modo de ancores. Escala 140 µm (Original).
Fig. 68. Infestación por Lernaea elegans
Fig. 69. Posibles ciclos vitales de los copépodos parásitos de peces
Fig. 70. Ergasilosis observada a la lupa binocular el contenido del cefalotórax (C) aparece en blanco a través del caparazón, delante de los sacos de huevos. (Según KINICZUN et al., 1985)
Fig. 71. Caigas sp. CF, cefalotórax; SG, segmento genital, A, abdomen_ (Según KINKELIN et. al., 1985).
Fig. 72. Argulus alosae. Vista ventral. ES, estilete; AN, ante-na; MI, mazna 1; B. boca; M2, maxila AB, ateas respiratorias. (Según CRY,58/1Y, 1978, modificado por Kan& TA, 1954).
Fig. 73. Eritemas cutáneos debidos a una argulosis intensa en una anguila
Fig. 74. Larva «paniza» de Gnathia sp C. cabeza; T, tórax; A, abdomen con plelópodos. (Segun KABA TA, en KrzxEun et al., 1985)
Fig. 75. Cimothoidae de la aleta caudal de Dicentrarchus labrax (Original)
Anexo
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Fuentes de las figuras
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ORIGINALES:
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