Patología en acuicultura
Enfermedades bacterianas de peces
1. Introducción
El auge que ha adquirido recientemente la acuicultura marina y la producción alcanzada en la acuicultura continental ha dado lugar a que los problemas originados por las enfermedades de origen infeccioso reciban gran atención debido a las importantes pérdidas económicas que ocasionan en los cultivos CONROY, 1987. Ello ha favorecido, en los últimos años, el desarrollo de la Patología de peces con la consiguiente publicación de un número muy elevado de trabajos en este campo.
En cuanto a las enfermedades causadas por bacterias, se han descrito especies patógenas en una gran variedad de grupos bacterianos, representando los bacilos gram negativos el porcentaje más elevado (tabla 1). Sin embargo, de todas las bacterias citas, un reducido número son las causantes de la mayoría de las pérdidas en la acuicultura de todo el mundo.
Por otra parte, hay que destacar que algunas enfermedades que hasta hace pocos años eran consideradas típicas de agua dulce, como es el caso de la forunculosis (Aeromonas salmonicida), edwarsielosis (Edwardsiella tarda) y enfermedad del riñón (BKD) (Renibacterium salmoninarum), hoy en día son un problema importante en la acuicultura marina. Muchos de estos patógenos, como Aeromonas hydrophila, Pseudomonas fluorescens, Víbrio anguillarurn, E. tarda y Mixobacterias son considerados «oportunistas», ya que forman parte de la flora normal del agua, piel, branquias o intestino de los peces, pero, en condiciones desfavorables, pueden desencadenar epizootias. Por el contrario, otras especies como A salmonicida, R salmoninarum, Yersinia ruckeri, E. ictaluri, aisladas solamente a partir de peces enfermos (o con enfermedad subclinica), se han designado con el término de patógenos «obligados». Sin embargo, en el caso de V. cholerae no-01, Ps. chiororaphis, Plesiomonas shigelloides, que han sido implicados en mortalidades en ocasiones puntuales, es difícil determinar si representan un verdadero problema o son invasores oportunistas que han penetrado en el pez a través de tejidos previamente afectados por otros factores.
Desde el punto de vista de la salud pública, hay que considerar que dentro de los patógenos de peces se encuentran algunos miembros que son también patógenos oportunistas para el hombre y otros animales homeotermos: V. damsela, V. alginolyticus, V. cholerae no-01, V. vulnillcus, A hydrophila, A sobria, Ps. fluorescens y E. tarda, Por el contrario, aunque el grupo de cocos gram positivos son fenotipicamente indistinguibles de los descritos en homeotermos, desde el punto de vista serológico son diferentes.
2. Vibriosis: septicemias causadas por Vibrio anguillarum y algunas especies relacionadas
La vibriosis es una de las enfermedades limitantes de la acuicultura marina, afectando tanto a peces anadromos y catadromos (EvEurn, 1971; LEVIN et al, 1972; HARRELL et 1976; MCCARTHY, 1976; MUROGA y TATANI, 1982; 'TORANZO et al., 1983; DEVESA et al., 1985; TORANZO et al., 1987a), así como a moluscos y a crustáceos (Tusrása, 1975; DiSaixo et al., 1978; BROWN y LOSE, 1978; BOWSER et al., 1981; JEFFRIES, 1982; BOLINCHES et al., 1986).
Bajo el término de vibriosis se engloban una serie de síntomas patológicos similares que pueden ser ocasionados por un grupo numeroso de especies (tabla 1): V. anguillarum, V. ordalii, V. salmonicida, V. damsela, V. carchariae, V. vulniticus, V. algínolyticus, V. cholerae no-01, V tubiashli. Sin embargo, las principales pérdidas económicas son ocasionadas por V anguillarum, V. ordalii y V. vulniticus biotipo 2 (considerados los agentes causantes de la vibriosis típica), y por V. salmonicida que causa la enfermedad de Hitra (o vibriosis de aguas frías).
El agente etiológico de distribución más amplia es Vibrio anguillarum, existiendo incluso descripciones de epizootias en agua dulce (Munoca y Bausa, 1973; Groaurrn y CESHIA, 1982; KITAO et al., 1983). La enfermedad ocasionada por esta especie ha sido conocida desde hace dos siglos con el nombre de «peste roja» de las anguilas.
El agente causal, denominado primeramente bacterium anguillarum, fue designado por BERGMAN en 1909 Vibrio anguillarum
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La taxonomía del género Vibrio se encuentra en un estado incompleto y está sufriendo continuas modificaciones, por lo que todavía un gran número de bacterias permanecen como Vibrio ssp. (KUSUDA et al., 1979). Estas dificultades de clasificación hace que se revise la posición taxonómica de los vibrios patógenos ya conocidos, dando lugar en muchas ocasiones a la creación de nuevos biotipos o nuevas especies. Así, aunque antiguamente ya se conocía la existencia de dos biotipos de V anguillarum, desde 1981 el biotipo 2 constituye la nueva especies V. ordalii (Scimwt et al., 1981). Por otra parte, el agente etiológico de mortalidades ocurridas a partir de 1975 en anguila cultivada en Japón fue denominado primeramente V. anguillarum tipo B, posteriormente V angullicida (Mama et al., 1976; NISHIBUCHI et al., 1980), y actualmente se denomina V. vubilficus biotipo 2 (Tisou et 1982). Más recientemente se ha demostrado que el agente causante de mortalidades muy elevadas en salmón atlántico cultivado en Noruega y Dinamarca (Embrus et al., 1981; POPPE et al., 1985) representa una nueva especie de Vibrio denominada V. salmonicida (Eonmus et al., 1986).
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Es importante señalar que muchas cepas de V. anguillarum, causantes de graves mortalidades de moluscos durante los estadios larvarlos, hoy en día constituyen la nueva especie V. tubiashil (HADA et al., 1984; BouNcius et al, 1986; LODEIROS et al, 1987).
Síntomas clínicos. Los síntomas clínicos comunes para todas las formas de vibriosis en peces son los típicos de una septicemia hemorrágica, que puede presentarse desde formas subagudas y crónicas hasta infecciones hiperagudas. Los peces afectados muestran hemorragias en la base de aletas y cola, alrededor del ano y en la boca; decoloración de la piel; lesiones necróticas en la musculatura, que cuando alcanzan la epidermis pueden dar lugar a úlceras; exoftalmia y opacidad corneal. Internamente, el hígado aparece pálido y ocasionalmente el intestino puede estar lleno de un fluido viscoso.
Generalmente los peces infectados se muestran inactivos con pérdida de apetito (lo que origina problemas en el tratamiento con quimioterápicos por via oral), desencadenándose las mortalidades masivas.
La enfermedad de Hitra se caracteriza por la aparición de intensas hemorragias que afectan prácticamente a todos los órganos, provocando un descenso muy fuerte de los niveles de hemoglobina, pudiendo estar ausentes otros síntomas externos.
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Diagnóstico. El aislamiento primario debe realizarse a partir del riñón e hígado en medio Tripticasa. Soja Agar (TSA) conteniendo 1,5% de CINa, Agar Infusión cerebro corazón (BHIA) con 1,5% CINa o en Agar Sangre. Como medio selectivo-diferencial debe emplearse paralelamente el TCBS (Tiosulfato-Citrato-Bilis-Sacarosa)
El período de Incubación es de 24-48 h a 20-25°C para V anguillarum, debiendo prolongarse hasta 4 días en el caso de V ordalii y V. vulnificus. Las colonias típicas de V anguillarum son redondas, regulares, brillantes, blanco-grisáceo en TSA y amarillas en TCBS.
El aislamiento de V. salmonicida debe realizarse en Agar Sangre a 12°C después de 3-4 días especialmente a partir de la sangre de los peces afectados.
El diagnóstico presuntivo, de vibriosis, se basa en el aislamiento de bacilos gram negativos, móviles, oxidase positivos, que fermentan la glucosa en medio 0/F sin producción de gas y que requieren obligatoriamente sal para su crecimiento. Los criterios para un Diagnóstico confirmativo son la sensibilidad al agente vibriostático 0/129 (150 µg) y a la Novobiocina (5 µg) (véase apéndices I y III).
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Las principales características bioquímicas para diferenciar los agentes etiológicos de la vibriosis típica aparecen representados en la tabla 2. Aunque las tres especies crecen en medio TCBS, solamente V. anguillarum y V. ordalli producen colonias amarillas por utilizar la sacarosa
La presencia del enzima Arginina dehidrolasa diferencia V anguillarum de los otros vibrios. Por el contrario, la producción de ácido de la lactosa es específica de Virus.
A diferencia de los anteriores, V. salmonicida no crece a 25°C ni por encima del 5% de CINa. No crece en medio TCBS. No hidroliza gelatina, ni reduce nitratos. Requiere para crecer la presencia de sangre en el medio. Sin embargo, análogamente a los otros vibrios, es sensible a 0/129 y a la Novobiocina.
Para un diagnóstico rápido de la vibriosis pueden emplearse sistemas miniaturizados, diseñados para patógenos humanos, tales como el API-20E (Kim, 1982; MAITGERI, 1983; TOBANZO et al., 1985a). Para ello, es necesario emplear inóculos de las bacterias en medios salinos y realizar la incubación a 25°C durante 24-48 h. Sin embargo, para una adecuada interpretación de los resultados hay que tener en cuenta que algunas reacciones como enasto, hidrólisis de gelatina y producción de ácido de arabinosa, dan en muchas ocasiones reacciones falsas, por lo que no se deben emplear los códigos suministrados por API.
Otra vía para un diagnóstico rápido de la vibriosis producida por V. anguillarurn es la aglutinación directa en portaobjetos, empleando los antisueros anti 01 y 02, por ser estos dos serotipos los que ocasionan las principales mortalidades en todo el mundo, tanto en peces cultivados como salvajes (Km° et al, 1983; TAJIMA et al., 1988; &MERME y Lama', 1988; Tomszo et al, 1987a). Además, como se ha demostrado Muno et al, 1987b), no existen reacciones cruzadas con los numerosos vibrios que son flora normal de los peces y del medio acuático.
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Transmisión y reservorios.
V anguillarum y especies relacionadas son también consideradas componentes de la flora autóctona del medio acuático. Sin embargo, existen pocos estudios desde el punto de vista epizootiológico con el fin de conocer los posibles reservorios o focos de infección. Hay que destacar los trabajos de un equipo danés (LASSEN et al, 1978; LARSPN, 1982; LARSEN y WILLEBERG, 1984), en donde se estudia el ciclo anual de V. anguillarum en agua y sedimento comparando áreas contaminadas con zonas libres de contaminación. Los resultados demuestran la existencia de fluctuaciones con un máximo en verano y un mínimo en invierno. Como se muestra en la tabla 3, los niveles de V. anguillarum fueron significativamente más elevados en los sedimentos, y siempre su número fue superior en las áreas contaminadas, lo que se traducía en un aumento de la frecuencia de peces con signos de vibriosis. En base a estos trabajos, se ha propuesto el nivel de 10 4 presuntivos V. anguillarum por 100 ml de agua, como un indicativo del riesgo de aparición de enfermedad en los cultivos marinos (LAMEN y WILLEBEBG, 1984).
Mingoca et al. (1984) demostraron que los peces sanos pueden constituir también un reservorio de Infección, ya que encontraron que un porcentaje relativamente elevado (hasta un 17%) de alevines de ayu eran portadores de V. anguillarum. Sin embargo, necesitaron emplear técnicas de enriquecimiento selectivo para su detección.
Desde el punto de vista seroepidemiológico, hay que destacar los estudios de SORENSEN y LARBWI (1986), en donde se comparan las cepas de V. anguillarum procedentes de peces enfermos (cultivados y salvajes) con aislados de muestras ambientales que incluyen agua, sedimento, fito y zooplancton e invertebrados marinos. Aunque estos autores establecieron un total de 10 serotipos mediante aglutinación en portaobjetos, solamente en peces afectados por vibriosis se aislaron los serotipos 01 y 02. Por el contrario, el resto de los serotipos se detectaron en las cepas ambientales. Una hipótesis para explicar estos resultados es ue dichos serotipos patógenos (01 y 02) se encuentran en muy baja proporción en un determinado reservorio en el medio acuático, pero son los que realmente poseen el potencial genético para lograr una invasión eficaz en el pez y desencadenar en condiciones desfavorables epizootias de vibriosis.
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Los estudios de supervivencia (ToFuuno et al., 1982) demostraron la gran viabilidad de V. anguillarum en aguas salinas, en donde tiene capacidad para multiplicarse, siendo posible detectar células viables durante más de 100 días. Sin embargo, en agua dulce la supervivencia es muy reducida, desapareciendo entre 8-10 días. Estos datos indican el peligro de la transmisión horizontal de este patógeno en el medio marino hasta zonas alejadas del foco de infección.
Otros factores que contribuyen con frecuencia a la aparición de vibriosis son: mala calidad del agua y deficiencias en la manipulación de los peces (Tosamo et 1985a). Además, diversos autores han descrito que la presencia de metales pesados como el cobre incrementan la susceptibilidad a la infección por Vibrio (RODSAETHER et 1977; BAXER et al, 1983).
Aunque el mecanismo de infección no está todavía determinado claramente, se requiere primeramente la colonización y penetración del patógeno a través de los tejidos del hospedador con el consiguiente daño de los diferentes órganos mediante la actuación de hemolisinas y proteasas (Samoa et al, 1987a). Se ha demostrado que la principal puerta de entrada del patógeno en el pez son las branquias (Rosas et al, 1983).
Tratamiento. Se han empleado una gran variedad de antibióticos y agentes quimioterápicos sintéticos para el control de la vibriosis: Cloranfenicol, Oxitetraciclina, Clorotetraciclina, Kaziamicina, Sulfamidas (sulfisoxazol, sulfamerazina), Nitrofuranos (Nitrofurantoina, nitrofurazona..), Acido oxolínico y Flumequina.
Debido al aislamiento de gran número de vibrios resistentes a muchos de estos compuestos (Aoxi et al, 1981), los más efectivos en la actualidad son la Oxitetraciclina (75 mg/kg pez/día durante 5 días), las quinolonas (A. oxolínico, Halquinol y Flumequina) (30 mg/kg pez/día durante 10 días) y las sulfamidas potenciadas como Trimethoprim-sulfisoxazol. Estos datos concuerdan con los experimentos «in vitro« (Limo et al., 1987). Los nitrofuranos solamente son efectivos como profilácticos administrados por baños (50 ppm durante 1 h) (Colom y PAPERNA, 1983; DEVESA et al, 1985), ya que su absorción, a través del alimento, es muy reducida. Además, ya se han aislado en Japón muchas cepas resistentes a diferentes nitrofuranos debido al uso indiscriminado que han hecho de este quimioterapeutico para el control de vibriosis.
3. Pasteurelosis. Descripción de la enfermedad producida por Pasteurella piscicida
El agente etiológico de la pasteurelosis (Pasteurella piscicida) fue aislado por vez primera en Chesapeake Saar (USA) a partir de perca blanca y lubina americana (Sinzszxo et al, 1964). Años más tarde, esta enfermedad fue la responsable de graves mortalidades en mojel y menhaden en Galveston Baty, Texas (USA) (LEWIS et al., 1970). Sin embargo, es en Japón donde la enfermedad causa considerables pérdidas económicas en los cultivos marinos de seriola, auu, dorada y chope (KUSUDA y YAMAOKA., 1972; Nona et al, 1975; Mugooa et al., 1977; OHNISHI et al., 1982; YASUNAOA et al., 1983), por lo que puede considerarse endémica de esta área.
En Europa solamente se ha descrito pasteurelosis en dos ocasiones en varias especies de peces, incluyendo salmónidos: una en Gran Bretaña (Anua.. y Hosas, 1967) y otra en Noruega (HAsung y Buflocx, 1976). Sin embargo, es posible que los agentes causales de estas mortalidades sean A salmonicida atipicas. En 1985 Tuso et al. describen la primera epizootia, de pasteurelosis en channa maculata en Formosa (Taiwan).
La enfermedad se trata de una septicemia bacteriana que se denominó «pseudotuberculosis» por el hecho de que, en casos agudos, los peces mostraban gránulos blancos prominentes en varios órganos internos (riñón y bazo) que consisten en una acumulación de colonias bacterianas (KusunA y YAMAOKA, 1972). El cuerpo suele presentar ligero oscurecimiento, hinchazón y en algunos casos anemia. Sin embargo, en muchas ocasiones la infección aguda por Pasteurella no muestra grandes cambios patológicos, lesiones visibles, ni los típicos tubérculos blancos.
Aislamiento y diagnóstico del agente causal. El aislamiento primario debe realizarse de los órganos internos (riñón y bazo) en medios como TSA o Agar Sangre, conteniendo 2% de CINa o bien en Agar Marino 2216E, incubados a 26°C durante 3-4 días.
La tabla 4 muestra las características del agente causal, pudiéndose apreciar que comparte propiedades con el género Vibrio y con las cepas acromogénicas y atípicas de A salmonicida.
El diagnóstico presuntivo se basa en la presencia de un bacilo gram negativo, oxidasa positivo, que fermenta la glucosa sin producir gas, presenta un requerimiento obligado de sal y es sensible al agente vibriostático 0/129 y a la Novobiocina (propiedades comunes al género 'Vibrio). Sin embargo, Pasteurella es inmóvil, presenta una característica Unción bipolar, es pleomórfica en cultivos viejos y no produce gelatinasa (Apéndices I y III).
El diagnóstico confirmativo se basa en técnicas serológicas de aglutinación en portaobjetos, Inmunodifusión o mediante Inmunofluorescencia directa en el tejido infectado, dada la ventaja de que todas las cepas de P. piscicida poseen antígenos comunes (Nomum y AOKI, 1985; TORANZO et 1987b). El diagnóstico serológico también nos permite distinguir Pasteurella de las cepas acromogénicas de V. salmonieida.
Transmisión de la enfermedad. Aunque se conoce que las infecciones por Pasteurella tienen lugar sólo en agua de mar y a temperaturas alrededor de los 25°C (YasuNAGA et al., 1983), diferentes experimentos realizados por JANSSEN y StracALLA (1968) y TORANZO et al, (1982) indican que la supervivencia de este microorganismo en agua de mar es muy reducida, no detectándose células viables después de 4-5 días. Esto indica que el modo principal de transmisión de la pasteurelosis debe ser el contacto pez-pez.
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Tratamiento. Se conoce muy poco sobre la eficacia de los agentes quimioterápicos en el tratamiento de la enfermedad. Sin embargo, se han empleado de una manera exhaustiva una gran variedad de compuestos, lo que ha originado la aparición muy frecuente de resistencias, mediadas por plásmidos, a cloranfenicol, tetraciclina, kanamicina y sulfamidas.
4. Septicemias causadas por aeromonas móviles (Aeromonas hydrophila y A. sobria)
El grupo de Aeromonas móviles ha sido asociado con un amplio rango de infecciones que afectan a peces y a otros animales poiquilotermos y homeotermos (Snorrs et al., 1972; BOULANGF.R et al, 1977; DE FIGUEIREDO y PLums, 1977; LARSEN y JENSEN, 1977; HAZEN et al 1978a RAMA" et al, 1984; Toamizo et al, 1985b). Además, estas especies forman parte de la flora normal del tracto intestinal de peces y otros animales acuáticos (Taus? y SPARROW, 1974; NIETO et al, 1984; Yostenzu et a1., 1980). Por otra parte, este grupo es considerado flora autóctona del medio acuático, habiendo sido aislado a partir de aguas continentales y marinas, ya sea contaminadas como libres de contaminación (HAZEN et al., 1978b; KAPER et 1981; LARSEN y WILLEBERO, 1984). Recientemente, miembros de este género han sido también reconocidos corno causantes de lesiones progresivas en crustáceos (PowusE y ALDERMAN, 1985).
Hasta el momento, la mayoría de las infecciones de peces causadas por Aeromonas móviles se han asociado a la especie Aeromonas hydrophila. Sin embargo, la taxonomía de este grupo ha sufrido cambios significativos durante los últimos años. SCHUBERT (1974) describió dos especies A hydrophila y A. punctata con varias subespecies. POPOFF y VERON (1976) combinaron ambas especies para formar una única especie A hydrophila (que incluía el biotipo hydrophila y el biotipo anaerogenes) y describieron la nueva especie A sobria. Actualmente, A hydrophila biotipo anaerogenes constituye la nueva especie A. caviae (PoPon, 1984). Esto explica que hasta el momento no esté clarificado cuál de las dos especies aerogénicas (A. hydrophila y A sobria) es más virulenta para peces.
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Síntomas clínicos. La enfermedad se manifiesta como una septicemia generalizada, con signos clínicos similares a las de otras septicemias causadas por bacterias gram negativas. La enfermedad puede aparecer en forma hiperaguda (sin lesiones aparentes), aguda (hemorragia en las branquias, alrededor del ano y en órganos internos) o bien subaguda y crónica. En este último caso se hacen evidentes abscesos y Úlceras.
Diagnóstico. El aislamiento primario debe realizarse principalmente a partir de riñón en TSA, incubando a 25°C durante 24-48 h.
El diagnóstico presuntivo de las septicemias producidas por A. hydrophila y A. sobria debe basarse en la aparición de colonias color crema, opacas, mucosas, regulares y de unos 3 mm de diámetro. El microorganismo debe ser un bacilo gram negativo móvil, oxidasa positivo, fermentativo con producción de gas.
Para un diagnóstico confirmativo las Aeromonas móviles tienen que ser resistentes al agente vibriostatico 0/129 y a la Novobiocina y crecer en ausencia completa de sal. Estas características las distingue claramente del género Vibrio (véase Apéndice I y III).
La distinción entre las tres especies de Aeromonas móviles se basa principalmente en la producción de gas de glucosa, fermentación de arabinosa y salicina e hidrólisis de esculina (tabla 5).
Para un diagnóstico rápido se puede emplear el sistema API-20E incubado a 25° C durante 24-48 h. Sin embargo, como se ha demostrado, reacciones importantes, tales como gelatinasa, lisina decarboxilasa y fermentación de arabinosa pueden dar falsas reacciones. Asimismo, este sistema no permite la diferenciación entre especies por carecer de las pruebas de hidrólisis de esculina y fermentación de salicina.
Otra ayuda para la identificación rápida de las Aeromonas móviles es el medio AH (11ArER et al., 1979) (véase Apéndice IV), basado en los principios del medio TSI para enterobacterias donde se pueden leer varias reacciones en un único tubo. En este medio A. hydrophila y A. sobria, por fermentar el manitol y no decarboxilar la ornitina, deben producir una reacción alcalina en la parte superior del tubo y una reacción ácida en la parte inferior.
El diagnóstico serológico de esta enfermedad no resulta de una gran utilidad debido a la falta de especificidad antigénica que existe entre las cepas de cada una de las especies (LEBLANC et al., 1981; Ama y HOLLAND, 1985; Nomwtá y Ama, 1985; TOBANZO et al., 1987b).
Epizootiología. Aunque las Aeromonas móviles se pueden aislar a partir del medio acuático en un rango muy amplio de temperaturas y salinidades, la aparición de epizootias en un área suele estar relacionada con incrementos significativos de la densidad de estos microorganismos en el agua, los cuales a su vez están asociados con aumentos de la temperatura y de la materia orgánica (FLIERMAN et al., 1977; GROSERO et al., 1978; LAREF151 y WILLEBERG, 1984; NIETO et al., 1985; HANSON y GRIZZLE, 1985).
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Estudios experimentales de GROSERO et al. (1978) sobre la influencia de la temperatura en la capacidad de A hydrophila para producir mortalidades en trucha y salmón demostraron que por debajo de 9°C se suprimía la infección, mientras que las máximas mortalidades tenían lugar entre 15-20°C.
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Como resultado de sus trabajos, LAMEN y WILLEBERG (1984) proponen como índice de riesgo para el establecimiento de sistemas de cultivo el nivel de 500 A. hydrophila por 100 ml de agua Por otra parte, debido a que las especies de Aeromonas móviles constituyen parte de la. flora normal del intestino de animales poiquilotermos (Yossimizu et al., 1980; NIETO et 1984), cualquier factor desfavorable que deprima inmunológicamente al pez puede provocar el desencadenamiento de graves epizootias.
Aunque es conocido que las Aeromonas móviles poseen un considerable potencial de actividades exoenzimáticas, tales como proteacas, hemolisinas, citotoxinas y enterotoxinas (Slurros et al., 1987b), la función precisa que estas «toxinas» pueden desempeñar en la patogénesis no está clarificado. Mientras para unos autores (Alas; y STEVENSON, 1981) las hemolisinas juegan un papel importante, otros investigadores (Snorrs et al., 1985; Tutrzrz et al., 1986) consideran que el factor decisivo implicado en la Infección de los peces son las protas CAS.
Implicaciones para la salud pública. El grupo de Aeromonas móviles comprende patógenos oportunistas para animales homeotermos incluyendo el hombre. Entre los trastornos más graves causados por estas bacterias se pueden citar la meningitis, endocarditis, úlceras corneadas y. sobre todo, infecciones respiratorias, intestinales (Karza et al., 1981) y de heridas ((Tours et al., 1979). En general, todas estas afecciones fueron ocasionadas por contacto con aguas contaminadas con Aeromonas, presentando particular incidencia en pacientes inmunodeprimidos.
La existencia de septicemias en humanos producidas por Aeromonas y transmitidas a través del agua ha llevado al estudio comparativo de las características bioquímicas y de virulencia entre aislados clínicos y ambientales (Burile et al., 1984). Estos autores encontraron que la mayoría de las cepas procedentes del agua presentaban idénticas propiedades a los aislados clínicos, lo que indica que el medio acuático constituye un reservorio importante de estos patógenos potenciales.
Es importante señalar que muchas de las cepas de A. hydrophila y A. sobria aisladas de peces presentan actividad enteroxigénica para homeotermos (Bouyaiont et al.,, 1977; OLIVIER et al., 1981; Rallan et al., 1984; Sawros et al., 1987b).
Existen una serie de trabajos encaminados a esclarecer las relaciones existentes entre fuente de aislamiento, biotipo y patogenicidad de Aeromonas. Muoulayqspil et al. (1981) observaron que A hydrophila se aislaba con mayor frecuencia a partir de peces que de aguas. Sin embargo, aunque A sobria se detectaba tanto en peces como en agua, su grado de patogenicidad para peces era siempre inferior al de las cepas de A hydrophila.
Tratamiento. La quimioterapia de las infecciones causadas por A hydrophila es bastante similar a la de A salmonicida. Se han utilizado Oxitetraciclina, Cloranfenicol, Furazolidona, Acido oxolínico, Flumequina, Sulfamidas (Sulfisoxazol, sulfamerazina) y Sulfamidas potenciarlas. De manera similar a otras bacterias gram negativas, es bastante frecuente el aislamiento de cepas con plásmidos de resistencia a Cloranfenicol, Tetraciclina y sulfamidas (Aoja et al, 1971; Torwzo et al, 1984).
5. Plesiomonas shigelloides como patógeno en acuicultura
La única descripción de esta bacteria como patógena de peces se debe a MACHADO CRUZ et al. (1986) a partir de trucha cultivada en agua dulce en Portugal.
Los síntomas incluyen enrojecimiento del ano, con la aparición de un exudado amarillo, petequias en la pared interna de la musculatura y a veces acumulación de liquido ascitico en la cavidad peritoneal.
El aislamiento del patógeno lo realizó en placas de TSA a partir de riñón e hígado incubadas a 22°C y 37°C.
Identificación del agente causal. Las colonias de Plesiomonas shigelloides son redondas, blancas y abultadas. El microorganismo es un bacilo gram negativo, oxidan positivo, móvil, fermentativo, sin producción de gas, que crece sin sal y es sensible al agente vibriostatico 0/129. Por tanto, comparte propiedades con Vibrio y Aeromonas. Para un diagnóstico confirmativo, Plesiomonas shigelloides debe ser positiva para arginina, lisina, y ornitina, no hidrolizar gelatina ni caseína, fermentar el inositol y no crecer en medio TCBS.
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Hay que tener en cuenta que la situación taxonómica de este microorganismo es incierta, debido a la existencia de cepas atípicos que producen gas de glucosa, SH2, ureasa, y no fermentan el inositol. En la actualidad se considera como intermedio entre Aeromonas y Enterobacterias, proponiéndose el nombre de Proteus shigelloides. Por tanto, debido a las falsas reacciones que puede producir el sistema API-20E, es posible que la cepa estudiada por MACHADO CRUZ (empleando únicamente dicho sistema) se trate de una Aeromonas móvil.
Epizootiología. La epizootia descrita causó la muerte de un 40% de la población y los factores que posiblemente favorecieron su desencadenamiento fueron el incremento de la temperatura de 10 a 17°C y el incremento de la materia orgánica en el agua P. shigelloides se considera flora normal del aparato gastrointestinal de peces de aguas templadas, los cuales pueden constituir un reservorio de infección tanto para peces como para homeotermos (VawnzprrrE et al, 1980).
Tratamiento. El agente causal fue sensible «in vitro» a Gentarnicina, Colistina, Acido Nalidixico, Tetraciclina y Trimethoprim. El tratamiento de la enfermedad se realizó empleando durante 10 días la sulfamida potenciada Sulfadiazina-Trimethoprirn (200-50 mg/kg de pez/día)​
6. Forunculosis (Aeromonas salmonicida)
La forunculosis es una de las enfermedades de peces conocidas desde más antiguo, siendo aislado el agente etiológico Aeromonas salmonicida en los años 1900 en Europa y USA. En la actualidad, el patógeno presenta una distribución geográfica mundial incluyendo prácticamente casi todas las naciones europeas, USA, Canadá, Japón y Australia.
Aunque clásicamente la enfermedad se consideró típica de salmónidos cultivados en agua dulce, se ha demostrado que A salmonicida puede producir mortalidades en otros peces no-salmónidos, como carpa (Boorsma et al, 1977), perca (Burla, 1979), Lenta, lucio y siluros (McGawrwr, 1975) Las descripciones de furunculosis en peces cultivados en agua de mar son cada vez más abundantes: EVELYN ( 1971 ) y Exima et al. (1984) en salmón del Pacífico; PATERSON et al. (1980) y BRUNO (1986) en salmón del Atlántico; BOOMKER et al. (1984) en trucha; IIDA et al. (1984) en anguila; CORNICK et al. (1984) en bacalao.
En algunos peces no salmónidos y en la mayoría de las epizootias en agua de mar la enfermedad se suele manifestar de una forma atípica. Además, A salmonicida se ha considerado como el agente causal de otros síndromes, diferentes de la forunculosis, como son la Eritrodermatitis de la carpa (FIJAN, 1972) y «enfermedad ulcerativa- de carpín, trucha y anguila (McCaarsy y ROBERTS, 1980).
Aunque A. salmonicida constituye un grupo muy homogéneo, existen en la, actualidad tres subespecies (Popopp, 1984): una forma típica (A. salmonicida subsp. salmonicida) y dos atipicas (A. salmonicida subps. masoucida y A. salmonicida subsp. achromogenes). Los aislados recientes causantes de úlceras en anguila fueron diferentes de estas formas típicas y atipicas, proponiéndose la creación de una nueva subespecie.
Síntomas clínicos. La forunculosis, producida por A. salmonicida subsp. salmonicida, puede manifestarse de varias formas:
a) Hiperaguda: Ocurre generalmente en alevines. Los peces aparecen oscuros y mueren rápidamente. Los síntomas internos son similares a los de la forma aguda.
b) Aguda: Se manifiesta como una típica septicemia hemorrágica afectando principalmente a adultos y juveniles. Los síntomas clínicos aparecen unos días antes de comenzar las mortalidades. Los peces se muestran letárgicos y dejan de comer. Internamente las vísceras aparecen hemorrágicas con esplenomegalia.
c) Subaguda y crónica. Es más frecuente en peces adultos. Las mortalidades suelen ser bajas y lentas. Aunque los síntomas hemorrágicos son menores, estas formas se caracterizan por la aparición de lesiones en la piel y forúnculos. Los peces pueden presentar exoftalmia y secreciones sanguinolentas en el ano y conductos nasales.
En las otras infecciones asociadas también a A. salmonicida (Eritrodermatitis y la «enfermedad ulcerativa») los síntomas están restringidos a lesiones cutáneas (epidermis y dermis) que dan lugar a úlceras de diferente tamaño y profundidad localizadas en cualquier parte del cuerpo. Es frecuente que estas úlceras sean invadidas secundariamente por hongos, como Saprolegnia, y por otras bacterias.
Diagnóstico. El aislamiento primario puede realizarse a partir del riñón, en placas de TSA incubadas a 20-25°C durante 48-72 h. Sin embargo, se ha demostrado que el medio BHIA es más efectivo para el aislamiento y mantenimiento de A salmonicida (Powza et al, 1987).
El organismo es un bacilo corto (coco-bacilo), gram negativo, no móvil, oxidasa positivo, fermentativo, resistente al agente vibriostático 0/129 y a la Novobiocina, y carece de requerimiento de sal para crecer. Las colonias de la forma típica forman un pigmento marrón difusible en medio sólido. Estas características diferencian fácilmente a A salmonicida de P. piscicida (véase apéndices I y III).
Las diferencias entre la forma típica de A salmonicida (subsp. salmonicida) de las formas atípicos (subsp. masoucida y achromogenes) se muestran en la tabla 6 y se basan principalmente en la formación de pigmento, producción de gas de glucosa, degradación de la gelatina, decarboxilación de lisina y producción de ácido de manitol, sacarosa y arabinosa.
El diagnóstico confirmativo de la forunculosis producida por la forma típica se debe realizar mediante aglutinación directa en portaobjetos, debido a la homogeneidad antigénica de este grupo (Ama y Tausr, 1984; TORANZO et al., 1987b). Sin embargo, hay que tener en cuenta que las formas atípicas no siempre reaccionan con el antisuero especifico de A salmonicida subsp. Salmonicida.
Epizootiología. Se ha demostrado que A salmonicida puede transmitirse horizontalmente, ya sea por contacto directo pez-pez o a través del agua Son de destacar los estudios de MCCARTHY (1977), en donde compara la viabilidad de este microorganismo en agua dulce, de estuario (23%) y de mar (33%). La mayor supervivencia de A. salmonicida tuvo lugar en aguas de estuario (hasta 24 días), lo que explicaría la aparición de forunculosis en peces cultivados en agua de mar y pone de manifiesto el peligro de diseminación de la bacteria de un área a otra en este medio acuático.
La baja supervivencia de este microorganismo en agua dulce, demostrada también por WEDEMEYER y NELSON (1977) y por AusTiN et al. (1984), podría explicar el hecho de que no se haya aislado A salmonicida a partir del agua en piscifactorías de aguas continentales. Por tanto, la aparición de epizootias de forunculosis en poblaciones de salmónidos que no han estado expuestas nunca a la enfermedad, puede ser explicado, según
Aun et al. (1984), por la permanencia del patógeno en un estado inactivo a unas concentraciones por debajo del límite de detección, pero que podría ser reactivado por el aumento de la concentración de nutrientes (materia orgánica).
Se ha especulado sobre la posible transmisión vertical de este microorganismo (McCmunry, 1977). Experimentos recientes en salmónidos (Butiocx, 1987) demostraron la incapacidad de la bacteria para transferirse a la progenie a través de huevos (a pesar de haberse aislado A salmonicida del esperma). Ya que los movimientos de poblaciones de peces entre diferentes piscifactorías son una de las principales causas de expansión del patógeno, este autor recomienda como medida preventiva la desinfección de los huevos de peces sanos si van a ser transferidos a áreas libres de forunculosis.
En cuanto a la posible vía de entrada del patógeno en el pez, se conoce muy poco. MCCARTHY (1977 y 1980) sugirió que la entrada de este patógeno en el hospedador puede tener lugar a través de las branquias, boca y ano, o resultar de la abrasión de la superficie de los tegumentos. Aunque BRUNO (1988) describe una colonización bacteriana importante de los filamentos branquiales de salmón atlántico infectado con A salmonicida, en otras epizootias de forunculosis (McCARTyry y Roesmrs, 1980) la colonización y lesiones branquiales fueron mínimas.​
Tratamiento. En la actualidad se considera que los agentes quimioterápicos de elección para el tratamiento de la furunculosis son las Quinolonas (Acido oxolínico y Flumequina) a concentraciones de 10 mg/kg pez/día, durante 10 días, en caso de epizootias en agua dulce, debiéndose incrementar hasta 30 mg/kg pez/día en cultivos marinos (MIGRE'. et al., 1980; AusnN et al., 1983; OIGRADY et al., 1987). También se consideran de utilidad las sulfamidas potenciadas y la Oxytetraciclina (50 mg/kg Pez/día) (GAYGER et al., 1980). Hay que tener en cuenta que, como sucede con otros patógenos de peces, es bastante frecuente encontrar cepas de A salmonicida resistentes a muchos de estos quimioterápicos (Ama et al, 1983), Incluyendo las quinolonas (HAsneds y MCKAY, 1987; O'GRAtt et al, 1987).
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7. Septicemias causadas por Pseudomonas
Aunque el género Pseudomonas comprende un grupo muy numeroso de especies, hasta el momento solamente dos de ellas: Ps. fluorescens y Ps. Anguilliseptica representan un problema importante en acuicultura Otra especie (Ps. chlororaphis) ha sido sólo implicada en una ocasión como causante de mortalidades en Amago cultivado en Japón (Haze et al., 1978).
Pseudomonas fluarescens es componente de la flora normal de agua dulce (Aun/ et al., 1983) y ha sido considerado principalmente como un invasor secundario de tejidos de peces previamente dañados por otros factores. Sin embargo, este microorganismo ha sido aislado desde hace muchos anos como el agente etiológico de enfermedad en una gran variedad de peces que incluyen diferentes especies de carpa (aun% et al, 1973; OSABA et al., 1981), trucha (Li y Miman 1971), mugil (Ama= y CONROY, 1987) y sobre todo tenca (Aubrz et al., 1982), donde produjo hasta un 90% de mortalidad.
Por el contrario, las infecciones por Pseudomonas anguilliseptica están limitadas a la anguila La enfermedad se describió por vez primera en Japón y se denominó «enfermedad de puntos rojos». o «Seltitenbyo» (WAKABAYASHI y EGUSA, 1972). Desde entonces constituye una de las enfermedades que causa las mayores pérdidas en la anguila japonesa (Nalcm y MUROCIA, 1979). Sin embargo, hasta 1981 dicha enfermedad no ha sido descrita en Europa, siendo Strzwagr et al (1983) y Elms et al. (1983) quienes publicaron el aislamiento del agente causal a partir de la anguila europea cultivada en Escocia Es interesante destacar que los aislados europeos de Ps. anguilliseptica fueron similares bioquímica y serológicamente a las cepas japonesas. Parece que actualmente esta enfermedad se está extendiendo, debido no sólo al carácter migratorio de las poblaciones de anguila, sino también a la intensificación de su cultivo en muchos países a partir de la década de los 70. Aunque las infecciones naturales han ocurrido solamente en anguilas, se ha demostrado que esta bacteria puede infectar experimentalmente otros peces, tales como ayu y carpa.
Se debe de tener en cuenta que en muchas mortalidades (tanto en agua dulce como marina) es frecuente el aislamiento de otras Pseudomonas spp., generalmente en asociación con otros microorganismos, lo que hace que sea difícil determinar su importancia en el proceso infeccioso.
Síntomas clínicos. Los síntomas de la infección por Ps. fluorescens son los de una típica septicemia bacteriana Externamente, se observan lesiones hemorrágicas en la piel y en la base de las aletas. Internamente, se produce una acumulación de liquido ascitico en el peritoneo, hemorratia con potequias en las branquias, riñón, hígado y en la luz y submucosa intestinal. Este organismo se encuentra también asociado con Mixobacterias en erosiones de aletas y cola.
En el caso de Ps. anguilliseptica, lo más característico son las petequias hemorrágicas tanto externas como internas. Sin embargo, a diferencia de otras septicemias, no tiene lugar el enrojecimiento de las aletas. El riñón puede aparecer blando y destruido. Sin embargo, en otros casos la infección puede ocurrir sin síntomas internos (WAICABAYASIII y EGUSA, 1972).
Diagnóstico. El aislamiento de Ps. fluorescens puede realizarse a partir del riñón, hígado, bazo y sangre en medios TSA, Agar Sangre o Pseudomonas F, incubando a 25°C durante 48 h.
El diagnóstico presuntivo de una septicemia por Pseudomonas se basa en el aislamiento de un bacilo gram negativo, móvil, oxidase, y catalasa potivo, oxidativo y resistente al agente vibriostático 0/129. Características que las distingue de los géneros Aeromonas y Vibrio (véase apéndices I y III).
Como se observa en la tabla 7, la presencia de pigmento fluorescente, la reacción de arginina dehidrolasa y el crecimiento a 37°C, son criterios suficientes de diferenciación entre Ps. fluorescens (caracteres positivos) de Ps. anguilliseptica (caracteres negativos). Además, Ps. anguilliseptica muestra una mayor incapacidad para utilizar la mayoría de los azúcares y polialcoholes.
A diferencia con Ps. fluorescens, un diagnóstico confirmativo rápido de Ps. anguilliseptica puede llevarse a cabo mediante aglutinación en portaobjetos debido a que constituye un grupo homogéneo desde el punto de vista antigénico.
Epizootiología. Mientras Ps. fluorescens causa problemas a bajas temperaturas, produciendo las mayores mortalidades en invierno (10°C) (OSABA et al., 1981), en el caso de Ps. anguilliseptica la enfermedad predomina en aguas salobres cuando la temperatura alcanza 20-27°C (Millaca et al, 1977).
El reservorio y vehículo principal de infección de Ps. fluorescens debe ser el agua dulce dado que es flora abundante de este medio acuático.
La epizootiologia de Ps. anguilliseptica es poco conocida. Sin embargo, se demostró que concentraciones subletales de cobre aumenta la Incidencia de la enfermedad.
Estas enfermedades están favorecidas por condiciones ambientales desfavorables, tales como la calidad del agua.
Tratamiento. El control de la «Sekiten-byo» puede realizarse modificando la temperatura del agua (aumento hasta 27°C durante dos semanas, seguida de una reducción hasta 21°C). El tratamiento recomendado consiste en el uso de quimioterápicos sintéticos como ácidos piromidico, oxolínico y nalidixico.
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Para el tratamiento de las infecciones por Ps. fluorescens se ha descrito el uso por baño de Cloruro de Benzalkonio, verde malaquita (1-2 mg/1/h), y Nitrofurazona (1 mg/1/10 min). Hay que tener en cuenta que este microorganismo es resistente «in vitro» a la mayoría de los agentes quimloterápicos.
8. Infecciones causadas por mixobacterias y organismos relacionados
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Bajo el término de mixobacteriosis se engloban un conjunto de enfermedades producidas por microorganismos filamentosos que pertenecen tanto al grupo de las mixobacterias propiamente dicho (Flexibacter, Cytophaga Sporocytophaga) como al género Flavobacterium, cuya relación taxonómica con las mixobacterias es discutida (Hormas et al, 1984). Un hecho común a todos estos géneros es que comprenden un número elevado de especies difíciles de identificar. Estas infecciones están extendidas por todo el mundo tanto en agua dulce como marina, afectando a peces salmónidos y no salmónidos.
Aunque la «enfermedad de la columna» fue ya descrita, en Iowa (USA) en 1922, como causante de serias mortalidades en peces de aguas cálidas, como la perca, el primer aislamiento del agente causal, Flexibacter columnaris, no se llevó a cabo hasta 1944 por Ordal y Rucker a partir de una epizootia en salmón sockeye. A partir de entonces, se ha descrito una amplia distribución de esta enfermedad en una gran variedad de peces cultivados en agua dulce, tales como carpa, anguila, perca, siluros, basa, tilapia, trucha, salmón chinook, salmón sockeye y salmón atlántico (WAKABAYASHI y Eous&, 1988; FIJAN, 1969; BOOTSMA y CLERX, 1976; FEROUSSON, 1977; MonacsoN et al, 1981; CHEN et al., 1982).
La primera descripción de F. columaris en peces marinos se debe a McVican y Wxrrz (1979) y Gummi. y Bizma (1982), quienes demostraron que este microorganismo era el responsable de las mortalidades ocurridas desde 1974 hasta 1978 en lenguado cultivado en Escocia, denominando a esta enfermedad «Bleck Patch Necrosis» («enfermedad de manchas negras»). Recientemente se describió la nueva especie Flexibacter maritimus (WAKARAYASHI et al, 1986) como el agente causal de las mortalidades ocurridas en dorada y chope cultivadas en jaulas flotantes en Japón (Masinama y WAKABAYASHL 1977; Hacina et al., 1979).
Hay que tener en cuenta que otros Flexibacter ssp., todavía sin identificar, (Pns y Sicorrs, 1980), se han detectado en úlceras y erosiones de aletas y cola que ocurren tanto en peces salmónidos cultivados en agua dulce y marina (Annzasorr y CONROY, 1969; BULLOCK y SN1EEZKO, 1970; SAWYER, 1976; SCHNEIDER y Nicaoism, 1980), como en peces planos, tales como lenguado (Ztsitowsin y MURCHELANO, 1975; WELLINGS et al, 1976) y rodaballo (DEnSA et al., 1987).
El género Cytophaga fue asociado con mixobacteriosis ocurridas a bajas temperaturas (inferiores a 10°C) en peces salmónidos en el noroeste de USA, por lo que se denominó al agente caugn1 Cytophaga psychrophlia y a la enfermedad mixobacteriosis de aguas frías (Boa&, 1960). Sin embargo, en otros casos ocurridos en aguas templadas es difícil distinguir si la bacteria filamentosa implicada en la enfermedad se trata de Plexibacter o Cytophaga.
En cuanto al género Sporocytophaga, se conoce poco su papel como patógeno de peces. Se ha descrito solamente en lesiones de la piel ocurridas en salmón y trucha cultivados en el medio marino, pero generalmente en asociación con V. anguillarum (Woon, 1979).
El género Flavobacterium fue considerado por vez primera como patógeno de peces en 1954, identificándose como el agente causal de mortalidades masivas de peces marinos en Florida, USA. Posteriormente, se aislaron diferentes cepas de este género a partir de lesiones de branquias en salmónidos (Kultusa et al., 1978; WAKASAYASHI et al., 1980; ACUIGRUP, 1980; FARRAS, 1985). Esta enfermedad ha sido denominada clásicamente como «Flavobacteriosis» o «enfermedad de las branquias«.
Síntomas clínicos. Muchos de estos microorganismos filamentosos están asociados a lesiones de las branquias, caracterizadas por hiperplasia del epitelio, fusión de los extremos de las laminillas y congestión de los vasos sanguíneos, lo que puede dar lugar a hemorragias.
Otros síntomas clínicos relevantes de la mixobacteriosis asociada a especies de Flexibacter y Cytophaga incluyen lesiones necróticas que afectan a la piel y tejidos superficiales, así como decoloración de la base de las aletas dorsal y pélvica. La severidad de las lesiones es variable, dando lugar en algunos casos a la erosión progresiva del cartílago nasal, mandíbula superior, boca, aletas y pedúnculo caudal. En peces adultos las lesiones cutáneas se suelen ulcerar, siendo invadidas por otros organismos, lo que complica el diagnóstico.
Aislamiento y diagnóstico. En general, los agentes etiológicos de la mixobacteriosis se deben aislar de los tejidos afectados en medios específicos, tales como el Agar Cytophaga (ANACKER y ORDAZ, 1959) (véase apéndice IV), incubando entre 10 y 25°C durante un periodo prolongado (4-14 di q) En el caso de mixobacterias halófilas, tales como el E. maritimus, es necesario utilizar el mismo medio preparado con agua de mar (no sustituible por CINa) (Husma et al., 1979) Las colonias de mixobacterias y Flavobacterium deben ser amarillo-naranja.
Las mixobacterias se caracterizan por ser bacilos gram negativos, extraordinariamente alargados (hasta 30-50 pm), oxidase, positivos, inmóviles y oxidativos. Flavobacterium puede presentar formas cortas y ser anaerobio facultativo (véase apéndices I, II, III).
Debido a la lentitud de crecimiento de estos microorganismos y/o a la dificultad para aislar algunas especies marinas, el diagnóstico se puede basar en el examen directo al microscopio de raspados de branquias, aletas o lesiones cutáneas. En caso positivo se deben observar acumulas de formas bacilares filamentosas.
El diagnóstico confirmativo por métodos serológicos no resultó hasta el momento de gran utilidad, ya que la mayoría de estas bacterias son flora común del medio acuático, de las branquias y de la piel de los peces.
Epizootiologia Las infecciones por mixobacterias y organismos relacionados están asociadas a condiciones ambientales desfavorables, tales como exceso de materia orgánica, bajo contenido en oxígeno, concentraciones elevadas de amonio, superpoblación, etc.
En cuanto a la influencia de la temperatura, se ha considerado clásicamente que por encima de 14°C predomina Flavobacter, mientras que por debajo de 12°C tienen lugar las infecciones por Cytophaga, Sin embargo, hay que tener en cuenta que en muchas ocasiones es difícil la distinción entre estas dos bacterias.
El reservarlo preciso de la mayoría de estos patógenos no se conoce con exactitud. Sin embargo, la presencia de bacterias filamentosas, como flora normal del agua y del pez (Trtusr, 1975; NIETO et al., 1984; TonaNza et al., 1985b) hace que las condiciones adversas descritas favorezcan el desarrollo de epizootias.
Tratamiento. La información más reciente indica que los quimioterápicos más efectivos para el control de las mixobacteriosis son la oxitetraciclina en bario (28-80 mg/1 durante 1 h) (Woon, 1979) o administrada en el pienso (50100 mg/kg pez/día durante 10 días) (FEBOUSON, 1977) y la nitrofurazona en baño (50 mg/1 durante 1 h) (DEvzsp, et al., 1987). Parece que la acción combinada de quimioterápicos y desinfectantes, como el formal o el verde malaquita, da los mejores resultados.
9. Infecciones causadas por enterobacterias
9.1. Enfermedad de la boca roja causada por Yersinia ruckeri
Durante la década de los cincuenta, una enfermedad desconocida de tipo bacteriano causó importantes pérdidas en las piscifactorias de trucha en el valle de Hagerman (Idaho, USA). Esta enfermedad (ERM), descrita por vez primera por Roas et al. en 1966 como una infección sistémica de la trucha arco iris, ha sido durante los últimos veinte anos uno de los problemas mayores para los piscicultores por las elevadas pérdidas económicas que ocasiona.
Hasta hace unos años ERM estaba restringida prácticamente a las diversas especies de salmónidos cultivados en USA (Buu.ocK y Smaszko, 1975) y en Canadá (SrEvrarsoN y DALY, 1982). Australia y Europa se consideraban libres de dicha enfermedad hasta que a finales de los años setenta comienzan a aparecer numerosos artículos que referencian epizootias por Yersinia ruckeri en distintos países: Italia (Busca, 1978), Gran Bretaña (Ausrix, 1982; ROBERTS, 1983), Francia (Legal. et al., 1983), Alemania (Pulla:taxa et al, 1983), Dinamarca (DALSGAARD et al., 1984), Noruega (RimiAans y Rosawrs, 1978), España (Cauz et al., 1986) y Australia (ara= et al, 1978; LLEWELLYN, 1980).
La posición taxonómica del agente causal de la ERM ha sido objeto de bastante controversia dada sus similaridades (de diferente índole) con diversas bacterias entéricas. En 1978 EwING et al. propusieron la creación de la nueva especie Y. RuokerL
Los peces afectados son principalmente la trucha arco iris, trucha común, salvelino, salmones del Pacifico (salmón chino, coho y sockeye) y salmón atlántico, aunque también existen algunos casos en peces no salmónidos, como, por ejemplo, carpas. Recientemente se ha aislado Y. ruckeri a partir de salmónidos cultivados en el medio marino y de rodaballo (ausonmui y RASMITSSEN, 1987), lo que hace a este patógeno uno de los más importantes en acuicultura.
Aunque fenotipicamente Y. ruckeri constituye un taxón homogéneo, desde el punto de vista serológico es un grupo heterogéneo lo que ha originado cierta confusión en la terminología «biotipo» y «serotipo». En la actualidad se reconocen dos biotipos (I y II) basados en la fermentación del sorbitol (anima et al, 1978; O'LEARY et al., 1982), perteneciendo las cepas más patógenas al biotipo I (sorbitol negativas). Mientras que el biotipo I se corresponde con el serotipo 01 (cepa Hagerman), el biotipo II comprende hasta un total de 5 serotipos (STEVENSON y DALY, 1982; STEVENSON y AJRDRIE, 1984; DALY et al., 1986).
Síntomas clínicos. Los síntomas externos de la enfermedad incluyen: inflamación y erosión de las mandíbulas y el paladar, además del característico enrojecimiento de la boca y garganta causado por una hemorragia subcutánea Otros síntomas externos pueden ser el oscurecimiento de la piel, aparición de hemorragias en la base de las aletas, exoftalmia bilateral y tendencia a aletargamiento (Btriancx y Anzasoo, 1984).
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Los síntomas internos son los de una bacteriemia generalizada en los principales órganos. Se observa, además, hipertrofia del bazo y hemorragias en el músculo, grasa e intestino, donde se acumula un fluido amarillo.
Sin embargo, la enfermedad puede ocurrir en varias formas (tabla 8): desde la hiperaguda y la aguda hasta la crónica. En la forma aguda los síntomas clínicos son muy similares a los de cualquier otra septicemia bacteriano. En la forma crónica aparece la exoftalmia, oscurecimiento de la piel y la letargia.
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Diagnóstico. El diagnóstico se basa en el aislamiento e identificación del agente causal a partir del riñón en placas de TSA o BHIA incubadas a 20-25°C durante 24-48 h.
Las colonias de Y. ruckeri deben ser regulares, abultadas, blancas, de 2-3 mm de diámetro. El microorganismo es un bacilo gram negativo, móvil, oxidara negativo, que fermenta la glucosa sin producción de gas Las reacciones en medio TSI (K/A), así como la incapacidad de producir indol y la presencia de gelatinasa, diferencian a Y. ruckeri de Edwarrisiella tarda (véase apéndice I). Otros caracteres fisiológicos y bioquímicos que ayudan a la identificación de esta bacteria se muestran en la tabla 9.​
Si se sospecha por los síntomas clínicos la existencia de ERM, o bien en el caso de análisis de portadores asintomáticos, se recomienda además el uso del medio selectivo SW de WAIIIIIAN y Boom (1984), modificado por Hoormos y Enrío (1985). En este medio las colonias típicas de Y ruckeri deben ser verdes por no fermentar la sacarosa y producir un halo de hidrólisis del Tween 80 (véase apéndice IV).
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El uso de métodos de identificación rápida, tales como el API-20E, son útiles para la caracterización de las cepas de Y. ruckeri, permitiendo incluso la distinción de los biotipos por la reacción del sorbitol. Sin embargo, como sucede en otros patógenos de peces (Vibrio y Aeromonas), este sistema debe emplearse con precaución, ya que algunos de los perfiles no están codificados o bien corresponden a otras bacterias entéricas. Esto es debido principalmente a que algunas reacciones como citrato, gelatinas& Voors-Paosxacta y LIBERA decarbcoalasa presentan variación entre los aislados de Y. ruckeri (tabla 10).
El diagnóstico confirmativo por métodos serológicos (mediante aglutinación en portaobjetos) resulta de gran utilidad si se disponen de los antisueros adecuados.
Detección de infecciones asintomáticos. Para poner de manifiesto infecciones encubiertas que suelen ser más frecuentes en peces mayores de 12 cm, deben analizarse muestras del intestino. La serodiagnosis es utilizada para detectar dichos portadores asintomáticos (Busca y Llamo, 1975; HAUSBN y Lírico, 1976), especialmente la técnica de Inmunofluorescencia indirecta (Joításou et al, 1974).
Transmisión y reservarios. El hecho de que la enfermedad aparezca de forma cíclica sugiere la presencia de peces portadores asintomáticos dentro de la población (Busca y Loco, 1975). Mientras varios autores consideran a Y. .ruckeri como una bacteria saprófita, del agua y sedimento (Rucios, 1968), otros investigadores opinan lo contrario.
Sin embargo, todos los trabajos coinciden en que las yersinias pueden sobrevivir en el sedimento al menos dos meses. Los estudios de WEDEMEYER. y NELSON (1977) demostraron que Y. medren, a diferencia de A salmonicida, podía sobrevivir en agua dulce durante períodos prolongados, llegando incluso a multiplicarse, por lo que el medio acuático es un vehículo importante en la transmisión de este patógeno hasta puntos alejados del reservarlo de infección.
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Se piensa que este microorganismo es habitante del tracto digestivo de los peces, y es expulsado por las heces Parecen ser necesarias unas condiciones desfavorables (subida de la temperatura del agua, manipulación, superpoblación, exceso de amonio y otros productos metabólicos, descenso de la concentración de oxígeno) para que los peces portadores manifiesten la infección.
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Tratamiento. El control de la ERM se ha llevado a cabo utilizando Cloranfenicol, Mido oxolínico (10 mg/kg pez/día durante 10 días) oxitetraciclina (65 mg/kg pez/día durante 10 días), sulfamerazina (200 mg/kg pez/día durante 3 rijan) y sulfamidas potenciadas (50 mg/kg pez/día durante 5 chas) Sin embargo, hay que tener en cuenta que las cepas de Y. ruckeri exhiben «in vitro« una resistencia al cloranfenicol y a las tetraciclinas superior a otros patógenos gram-negativos (Uno et ad., 1987).
9.2. Edwarsielosis producida por Edwardsiella tarda y E. ictaluri
Hasta el momento la historia de esta enfermedad se limita a Japón, Taiwan y USA. E. tarda ha ocasionado epizootias en una amplia variedad de peces cultivados tanto en agua dulce como en el medio marino: anguila (WAKAEAYASHI y Ea USA, 1973), siluros (METER y Buuocx, 1973), mugel (Kusuoa et al., 1976; MisaooA, 1979), carpa (SAE.Om et ad., 1984), tilapia (Kusara et al., 1981), solla (NAKATSUGAWA, 1983), dorada japonesa y seriola (KusunA et al., 1977; YA317NAGA et al., 1982), salmón chino (ABounn et al., 1982) y lubina americana. Además, esta bacteria ha sido aislada a partir de otros animales como anfibios, reptiles, aves y mamíferos.
A partir de 1976 se describió una nueva forma de Edwarsielosls limitada a siluros cultivados en USA (Hasvia, 1979). El agente causal pertenece a una nueva especie del género Edwardsiella, denominada E. ictaluri (RATArkE et al., 1981). Experimentos de PLUMB y SANCHEZ (1983) demostraron que otros peces como carpas y tilapia eran resistentes o poco susceptibles a la infección por este patógeno.
Síntomas clínicos. E. tarda produce pequeñas lesiones localizadas en la región postero-lateral del pez. Posteriormente se pueden desarrollar abcesos en los músculos y en el pedúnculo caudal, los cuales al aumentar de tamaño se llenan de gas maloliente y se necrosan. En las anguilas los síntomas son muy similares a otras septicemias bacterianas, pero se distinguen por las lesiones neoróticas y purulentas en el riñón e hígado.
La enfermedad producida por E. ictaluri se considera una septicemia entérica con una gran variabilidad en los síntomas clínicos: hemorragias en la piel alrededor de la boca, branquias pálidas, exoftalmia y lesiones abiertas en la cabeza. Internamente suelen mostrar riñón y bazo abultados, áreas necróticas en el hígado, acumulación de fluido ascitico sanguinolento en el peritoneo y hemorragias en la pared interna de la musculatura. Los peces mayores de 15 cm pueden no mostrar síntomas externos.
Diagnóstico. Se basa en el aislamiento e identificación del agente etiológico. Para ello las muestras del riñón se siembran en placas de medio TEA o BHIA y se Incuban a 25°C durante 48 h.
El diagnóstico presuntivo de Edwarsielosis consiste en la presencia de bacilos gram negativos, móviles, oxidasa negativos y fermentativos Las reacciones en el medio TSI y la capacidad de producir Indol permiten distinguir E. tarda (1C/A, gas y 81-12; Indol positivo) de E. ictaluri (K/A; Indol negativa) (véase Apéndice I).
Como se muestra en la tabla 9, la distinción entre Y. ruckeri y E. ictaluri se basa principalmente en las reacciones de gelatinasa y citrato,
Para un diagnóstico rápido se han utilizado diferentes sistemas comerciales multiprueba, tales como el ENTEROTUBE (METER y BuLuxx, 1973) y el API-20E (Amlumi et al., 1982).
El diagnóstico confirmativo debe ser realizado mediante pruebas serológicas mediante la aglutinación directa en portaobjetos, o bien por Inmunofluorescencia indirecta empleando los tejidos infectados. Este diagnóstico serológico resulta de gran utilidad debido a la gran homogeneidad, desde el punto de vista antigénico, de las cepas patógenas de cada especie (Nomuán y Ama, 1985; Toacuao et al., 1987b).
Epizootiología. El reservorio de infección de estos microorganismos no es bien conocido. Mientras E. tarda puede ser tanto flora normal del intestino de peces, como patógeno oportunista de peces y otros animales poiquilotermos y homeotermos (incluyendo el hombre), E. ictaluri es considerada un patógeno específico para peces dada su limitada capacidad para sobrevivir en el medio acuático.
La enfermedad se ve favorecida por las altas temperaturas y el elevado contenido en materia orgánica, lo que incrementa su incidencia en los meses de verano (Wrierr et al, 1979), así como por concentraciones subletales de cobre en el agua (100-250 µg/l) (Mussisuce et al, 1985).
Los estudios de MIYAZAKI y auto (1985) y BLAZER et al. (1986) parecen indicar que las vías de entrada de E. ictaluri en el pez serian el tejido olfativo o el tracto gastrointestinal.
Tratamiento. Para el control de esta enfermedad el antibiótico utilizado ha sido la Oxitetraciclina en dosis que oscilan entre 55 mg/kg pez/día durante 10 días (METER y Suaccx, 1973) y 60 mg/kg pez/día durante 4-5 días 1979). Experimentos «in vitro» indican que las quinolonas (ácido oxolínico y Flurnequina) y los nitrofuranos pueden ser de gran valor dado su baja MIC (Uno et al., 1987), y la elevada frecuencia de resistencias (mediadas por plásmidos) a las tetraciclinas y otros quimioterápicos encontrada en E. tarda.​
Sin embargo, nunca se logró aislar esta bacteria a partir del agua, lo que parece indicar que el modo principal de transmisión horizontal de BKD es por contacto pez-pez, a través de las heces o ingestión de vísceras infectadas. Como típico «patógeno obligado», el reservorio de infección de R. salmoninarum debe ser los peces enfermos o los portadores asintomáticos.
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Actualmente se conoce que la transmisión vertical, ya sea en la superficie o en el interior de los huevos, juega un papel fundamental en la diseminación de BKD (Buiancx et al., 1978; PATEARON et al., 1981; EVELYN et al., 1984; BRUNO y MUERO, 1986b), por lo que la desinfección por yodóforos no elimina el peligro de transmisión de la enfermedad.
10. Infecciones por bacilos gram-positivos
10.1. Enfermedad bacteriana del riñón causada por Renibacterium salmoninarum
La enfermedad bacteriana del riñón, más conocida como BKD (Bacterlal Kidney Disease), fue descubierta por primera vez en los años treinta en el salmón atlántico en Escocia. El examen histológico de muestras fijadas reveló la presencia de gran número de bacilos gram-positivos en las lesiones. Posteriormente, la enfermedad se describió en USA, en piscifactorías de trucha arco iris, trucha común, salvelino, salmón chino, salmón ocho y salmón sockeye. Sin embargo, no se consiguió aislar el patógeno hasta 1950. Aunque el agente causal de BKD fue considerado durante muchos años como perteneciente al género Corynebacterium (Metas y ?RYER, 1978), después de laboriosos estudios ha sido clasificado como la nueva especie Renibacterium salmoninarum (Sminzas y Pana, 1980).
La infección es de carácter crónico y sistémica. Parece estar limitada a las distintas especies de salmónidos, no habiendo sido descrita en otros peces. En la actualidad se demostró la existencia de BKD en peces cultivados tanto en agua dulce como marina en un gran número de países: Alemania, Canadá, Chile, España, Francia, Gran Bretaña, Islandia, Italia, Japón, USA, Yugoslavia_ (Farsa y UNDER.% 1981). Ocasionalmente, ha sido también detectado Renibacterium en poblaciones de peces salvajes (Rucias et 1951; Siars, 1984; Einns et al., 1978; Woon, 1979; PATEssoN et al., 1981).
Síntomas clínicos. BICI es una enfermedad típicamente crónica que muestra solamente síntomas clínicos en peces menores de 6 meses. las formas aguda y subaguda aparecen esporádicamente. Se caracteriza por un hinchamiento y desorganización del riñón con abscesos blanco-grisáceos, los cuales pueden presentarse en hígado y bazo. En peces más viejos suele observarse una acumulación de liquido ascitico en la cavidad abdominal. Externamente los peces pueden mostrar exoftalmia, lesiones en los ojos, abdomen hinchado y Úlceras. Excepto en algunos casos de BKD atípicas (HorpmaN et e/, 1984), las lesiones oculares y de la piel no tienen gran valor diagnóstico.
Diagnóstico. Debido a que Renibacterium salmoninarum no crece en los medios ordinarios, tales como TEA o BHIA, el diagnóstico presuntivo de la enfermedad se basa en la observación al microscopio de frotis teñidos de riñón. En caso positivo aparecen bacilos cortos gram-positivos (a menudo en parejas) localizados tanto intra como extracelularmente (véase apéndice II).
El diagnóstico confirmativo rápido de BKD debe realizarse mediante técnicas de Inmunofluorescencia directa o indirecta, empleando el tejido del pez (ya sea fresco, fijado con formol o congelado) como fuente de antígeno.
Un procedimiento más laborioso consiste en el aislamiento del agente causal. Para ello es necesario utilizar alguno de los medios diseñados específicamente para Renibacterfum: KDM-2 (EvayN, 1977); SKDM (Ausrm et al, 1983) y KDMC-C (Dávt y STEVENSON, 1985) (Véase apéndice IV). Los dos primeros llevan Cisteína y suero como factores de crecimiento, pero el SKDM está suplementado, además, con una mezcla de quimioterápicos con objeto de inhibir a otras bacterias de crecimiento más rápido. En el SKDM-C se suprime el suero y se añade carbón activado para eliminar materia orgánica. La incubación en estos medios se realiza a 15-20°C durante 20-30 días.
Se ha demostrado la existencia de cambios significativos tanto a nivel celular como fisiológico en peces afectados por la enfermedad bacteriana del riñón (BauNo y MUNRO, 1986a). Estos resultados indican que el examen de las variaciones de los parámetros hematológicos seria un buen método para el control rutinario de BKD en los reproductores.
Salmoninarum se caracteriza por ser un bacilo corto, gram-positivo, oxidasa negativo y catalasa positivo. No móvil, sin cápsula ni endosporas. Aerobio. Crece entre 5 y 22°C, pero no a 37°C, siendo su temperatura óptima 16°C. Desde el punto de vista fisiológico, esta bacteria es incapaz de utilizar la mayoría de los azúcares, y no produce gelatinasa ni &ínfima (véase tabla 11).
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Transmisión y factores que influyen en la aparición de BKD. En la actualidad parece descartarse que R salmoninarum sea componente normal de la flora acuática. Se ha demostrado que esta bacteria puede sobrevivir en el sedimento de los tanques y en las materias fecales de los peces durante 20-30 días (Ausrm y RAYMENT, 1986).
​La manifestación de la BID está asociada a ciertos factores ambientales como temperatura, salinidad, dureza del agua y dieta (Pana y BANDEAS, 1981). La influencia de la temperatura está sujeta a controversia Mientras unos autores encuentran que BICI) ocurre a temperaturas entre 8-18°C, otros autores describieron la mayoría de las epizootias a temperaturas superiores (Aunar, 1985). En general, la mayor incidencia de BKD tiene lugar en aguas blandas (WARREN, 1963).
La transferencia de los peces infectados (con enfermedad subclinica) de agua dulce al agua de mar favorece el desencadenamiento de síntomas clínicos y mortalidades importantes.
En cuanto al efecto de la dieta, parece ser que los piensos que contienen gluten de maíz favorecen el desarrollo de la enfermedad (WEDEMEYER y Ross, 1973). Por el contrario, dietas con elevado contenido de yodo y flúor o de elementos traza como cobre, hierro, manganeso y cobalto (Bram. et al, 1984; LAIL et al., 1985) disminuyen la prevalencia de BID.
Tratamiento. BED se considera una de las enfermedades bacterianas más =elles de combatir. De todos los quimioterápicos probados «in vivo», la eritromicina. (100 mg/kg pez/día durante 21 días) (Austral, 1985) es el más efectivo. Sin embargo, hay que tener en cuenta que el costo del tratamiento es muy elevado y además no elimina completamente al patógeno.
La desinfección de la superficie de los huevos con yodóforos a concentraciones de 25-100 mg/1 durante 5 min (Buttocic et al., 1978) o incluso de 500 mg/1 durante 1 h (Evstys et al., 1984) reduce la incidencia de la enfermedad, pero no se suprime totalmente, por transmitirse también Renibacterium dentro del huevo.
10.2. «Pseudo-enfermedad del riñón» causada por Lactobacillus piscícola
Son muy escasos los trabajos en los que se considera Lactobacillus spp. como patógeno de peces (Ross y Toni, 1974; CObTE, 1982; Hm et al., 1984). La especie L. piscicola fue descrita por vez primera por Hm et al. (1984) y parece estar restringida a salmónidos en los periodos de desove. Aunque hasta ahora la enfermedad está localizada principalmente en USA y Canadá, no se descarta que su distribución pueda ser ubicua. El agente causal es un bacilo gram positivo y por ello la infección se acuñó bajo el término de «pseudo-enfermedad del riñón» para diferenciarla de la BKD.
Los signos externos más característicos de los peces afectados fueron: hemorragias en la base de las aletas y vientre e inflamación abdominal con fluido ascitico. Internamente se observan.: inflamación de bazo, riñón e hígado (que aparece pálido), hemorragias en las gónadas e intestino y formación de pseudo-membranas en la cavidad abdominal.
El aislamiento del patógeno se debe llevar a cabo a partir de las gónadas en medio TSA o BHIA, incubando a 25°C durante 48 h. Las colonias de Lactobacillus son pequeñas, regulares, opacas y redondas.
El diagnóstico de esta enfermedad se basa en el aislamiento de un bacilo gram-positivo, inmóvil, oxidara, y catalasa negativas y fermentativo (véase apéndice U). L piscícola, a diferencia de II salmoninarum, utiliza azúcares como glucosa, maltosa, manitol y sacarosa, y es capaz de crecer a 37°C. Algunas características diferenciales entre estos dos patógenos se muestran en la tabla 11.
Los aislados de L. piscicola mostraron «in vitro» sensibilidad a Cloranfenicol, Ampicilina, Cefaloridina, Furazolidona y Tetraciclina, Sin embargo, no existe información en cuanto al tratamiento de la enfermedad «in vivo».
11. Infecciones causadas por cocos gram-positivos
11.1. Streptococcus
Casos de estreptococosis fueron descritos por HOSHINA et (1958) en poblaciones de trucha arco iris cultivada en Japón_ Desde entonces no volvió a tener importancia hasta hace unos años por causar severas epizootias en los cultivos de seriola, anguila, ayu, tilapia y platija (KusuvA et al., 1976; KITA0 et al., 1979; KITAO et al., 1981; MIYAZAKI, 1982; NAKATSUGAWA, 1983). Las infecciones por estreptococos son también un problema en los cultivos de trucha arco iris en Sudáfrica (Boomiam et al., 1979; BRAGG y BROERE, 1986), y se describieron repetidas veces en diferentes especies de peces en USA (Purme et al, 1974; RASHEED y PUTMEI, 1984). Mientras los aislados japoneses son 11-hemolíticos, las cepas americanas son no-hemolíticas. En la actualidad, existe la evidencia de que la estreptococosis es un problema tanto en peces cultivados como salvajes.
Síntomas clínicos. Los síntomas de la enfermedad son variados e incluyen: exoftalmia„ distensión del abdomen, hemorragias en los ojos, opérculos y en la base de las aletas. En los ejemplares moribundos se observa oscurecimiento de la, piel y natación errática.
Los síntomas internos incluyen daños en el hígado, riñón, bazo e intestino, con acumulación de fluido ascítico en la cavidad abdominal (KusernA et al, 1976). En infecciones sistémicas cal racha por Streptococos /1-hemolíticos en trucha y ayu cultivados en el mar, las lesiones oculares (inflamaciones supurantes de los ojos, opacidad cornea» y hemorragia opercular Rieron los signos clínicos más característicos.
Aislamiento y diagnóstico. El diagnóstico debe basarse no sólo en la demostración de la presencia de cocos gram positivos en el riñón u otros órganos, sino también en el aislamiento e identificación del patógeno.
El aislamiento se puede realizar en placas de Agar Sangre o de BH1A incubadas a 22-37°C durante al menos 48 h Las colonias típicas de estreptococos son blanco-grisáceas de 1.2 mm que contienen cocos gram positivos, no móviles, fermentativos y oxidase y ratslacul, negativos (véase apéndice II). En la actualidad, debido a la falta de estudios taxonómicos adecuados, es difícil determinar si los estreptococos patógenos de peces forman o no un grupo homogéneo y a que especie(s) pertenecerían.
El diagnóstico confirmativo puede llevarse a cabo por métodos serológicos, como la aglutinación en portaobjetos (KrrAo et al., 1979; Krao, 1982).
Epizootiologia. Se ha descrito una cierta variación estacional del número de estreptococos en el agua de mar y sedimentos (KrrAo et al., 1979). Sin embargo, estos datos aportan poca información sobre la. procedencia de estas bacterias en el medio acuático, dada la dificultad para diferenciar los estreptococos patógenos de peces de los originados por la contaminación humana y animal.
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Investigadores japoneses establecieron la influencia de la dieta en la incidencia de la estreptococosis. Miriam (1979) demostró que estreptococos similares a los patógenos de peces estaban presentes en la carne de los peces (fresca o congelada) que se usaba en la dieta de las seriolas. Sin embargo, Taniousm (1982) observó que la tasa de infección por Streptococcus era menor si se utilizaba alimento congelado y administrado sin trocear. Por ello se ha sugerido que es muy posible que la contaminación de la dieta sirva de importante vía de infección a los peces.
Tratamiento. La utilización de Eritromicina en dosis de 25 mg/kg pez/día durante 4 a 7 días controló la estreptococosis en seriola (Krrao, 1982), actuando mejor que la Ampicilina y la Oxitetraciclina. KAKASTURA ( 1982) utilizó Doxiciclina (20 mg/kg/día.) y Kásitrwici et al., (1977) encuentra particularmente efectivo el Niftirstyrenato sódico (50 mg/kg/día durante tres a cinco días)
11.2. Staphylococcus
Son muy excesos los trabajos que hacen referencia a enfermedades causadas por cepas de estafilococos. La mayoría corresponden a aislamientos realizados en Japón durante los anos 1976 y 77. Los peces afectados fueron seriola y dorada japonesa (KusuoA y SUGIYA14A, 1981; Suero" y KUSUDA, 1981). Por otra parte, en 1966 CONROY describió un caso similar («micrococosis») en trucha arco iris cultivada en Argentina.
La enfermedad se presenta con exoftalmia, hinchamiento y ulceraciones en la cola (KUSUDA y Suoreama, 1981).
El agente causal se aísla en piaras de BHIA incubadas a 37°C durante 24 h, por lo cual es posible que otras bacterias presentes, pero con temperaturas de crecimiento inferiores, sean eliminadas en el aislamiento primario.
Los estafilococos son cocos gram-positivos, inmóviles, fermentativos, oxidase negativa y catalasa positiva, y forman colonias blancas o blanco-amarillentas en medio BHIA (apéndice II). Al microscopio se observan células esféricas aisladas, en parejas o en racimos. Aunque los aislados presentan las características de Staphylococcus epidermidis, no se ha estudiado su posible relación con el género Micrococcus.
Desde el punto de vista antigénico, se reconocen cinco serotipos (Suortama y KUSUDA, 1981).
Epizootiologia y tratamiento. Se ha demostrado que los Staphylococcus patógenos de peces difieren antigénicamente de las cepas de origen humano (Sucre/1mA y KusuoA, 1981); por tanto, se considera que el principal reservorio o fuente de infección debe ser el agua o los propios peces. En cuanto al tratamiento, no se han descrito medidas de control.
12. Enfermedades producidas por micobacterias
El primer trabajo sobre micobacterias patógenas en acuicultura fue publicado en el siglo pasado referido a un caso en carpas. Posteriormente se realizaron algunas observaciones en peces marinos, siendo aislado por primera vez Mycobacterium marinum en 1926 de peces tropicales del acuario de Filadelfia. Actualmente, la micobacteriosis (o tuberculosis de peces) ha sido observada en más de 150 especies de peces marinos y de agua dulce (NIGRELLI y VOGEL, 1963; HAsmics et al., 1982; Hzmucic y McDowat, 1986). Actualmente, se considera que este patógeno puede infectar tanto a peces como a homeotermos (VAx Dinar, 1981).
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Es una enfermedad crónica progresiva que puede tardar varios años en pasar del estado asintomático al de las manifestaciones clínicas. Los síntomas externos incluyen : pérdida de peso, inflamación de la piel, exoftalmia, lesiones y úlceras. Los síntomas internos más relevantes son: aparición de nódulos blanco-grisáceos en el hígado, riñón, bazo y corazón (Dutra, 1979; VAN Dinar, 1981). También pueden encontrarse en los músculos, y, si la infección se extiende al esqueleto, aparecen deformidades.
Pocas veces se ha intentado aislar al patógeno, lo cual no resulta fácil, debido a que no se conocen bien sus requerimientos nutricionales. Se ha logrado algún éxito utilizando los medios clásicos para micobacterias (LOWESTEINJEME, Doaser...) incubando entre 2-28 días a las temperaturas de 15-22 °C. ARAXAWA y FRYER (1984) obtuvieron buenos resultados utilizando el medio BHIA.
Apenas existen descripciones del microorganismo. Son bacilos gram positivos, ácido-alcohol resistentes, no móviles, pleomórficos (Dinni, 1979). Producen colonias color crema o amarillo-naranja en medio sólido. La temperatura óptima de crecimiento es 25°C. Con sólo estas características es difícil distinguirlos del género Nocardia.
De todas las especies propuestas sólo Mycobacterium fortuitum y M. marinum están caracterizadas adecuadamente. En 1984 ABAXAWA y FRYER describen una nueva especie, Mycobacterium chelonei, que comprende también tanto cepas patógenas de homeotermos como patógenos de salmónidos. Aunque serológicamente son similares, los aislados de peces, entre otras diferencias fenotípicas, no crecen a 37°C.
El diagnóstico se basa en la aparición de los signos clínicos de la enfermedad y en la presencia de bacilos ácido-alcohol resistentes en las preparaciones histológicas.
En cuanto a la Epizootiologia, prácticamente no se conoce nada. El reservorio de las micobacterias debe ser el medio ambiente acuático, pero no se sabe qué factores originan la aparición de la enfermedad. Es posible que las micobacterias se transmitan por la ingestión de alimentos o de restos contaminados. Otra vía sería la rotura de los nódulos que se forman en el músculo de los peces infectados, con la consiguiente liberación de las bacterias en el medio. Para algunos autores hay evidencia de transmisión vertical (CcantoY, 1986), aunque otros la descartan (Woon, 1979).
Como medida para el tratamiento de la enfermedad algunos autores proponen la destrucción del stock de los peces enfermos mediante incineración (Vas Dula, 1981), debido a que se necesitaría un tratamiento prolongado con agentes quinuoterápicos y al peligro potencial para la salud humana.
En algunos casos se han realizado tratamientos con Cloramina B o T (10 mg/l durante 24 h), Cicloserina, Penicilina, Rifampicina, Estreptomicina, Sulfamidas, Tetraciclina, Kanamicina, Isoniazida y Etambutol
13. Enfermedades producidas por Nocardia spp.
La Nocardiosis parece ser un problema de los cultivos de peces de agua dulce (Vanas y CONROY, 1983; Coma. 1964; &Hamo et al. 1964; GMTITNO y PENNA, 1968) y marinos, tales como seriola (Murta et al., 1968; Kuscfra et al., 1968).
Siempre hubo gran dificultad para distinguir entre infecciones causadas por Mycobacterium y por Nocardía, y por ello en bastantes casos es difícil determinar que microorganismo fue el causante real de la enfermedad.
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Los síntomas de la enfermedad, así como el rango de hospedadores y los métodos de aislamiento y de diagnóstico, son los mismos que para el caso de Mycobacterium.
Realizando un análisis químico relativamente sencillo, a. partir de un cultivo puro del microorganismo, se puede determinar si pertenece al género Nocardia o al género Mycobacterium (ICANursuNA y BMUtU, 1972). Para ello, se trata el cultivo bacteriano con hidróxido potasio° al 2,5% (p/v) en una mezcla 1:1 (v/v) de metanol-benzeno a 37"C durante 24 K Los ácidos micólicos de las micobacterias precipitarían en cantidad abundante al añadirles un volumen de etanol. El precipitado blanco tiene un punto de fusión de 45-70°C. En el caso de Nocardia se forma un precipitado muy escaso que, además, funde alrededor de 150°C.
El tratamiento recomendado es similar al descrito para las micobacterias. El uso de Sulfamidas (Sulfisoxazol, 2 mg/g en el pienso) parece dar buenos resultados (VAN DITIJN, 1981), aunque hay que realizarlo durante 21 días.
14. Microorganismos anaerobios estrictos: Eubacterium tarantellus
Como resultado de una Investigación llevada a cabo para esclarecer una serie de mortalidades de peces en Biscayne Bay (Florida, USA), UDEY et al (1976) describen el aislamiento de un microorganismo patógeno anaerobio estricto. Un año más tarde es aceptado como la nueva especie Eubacterium tarantellus (UDEY et al, 1977). Se piensa que la bacteria anaerobia aislada anteriormente por HEN= y Lzwis (1976) de un caso similar en la costa de Texas puede pertenecer a la misma especie. Los peces afectados fueron en ambos casos múgeles.
WINTON et al. (1983) acuñaron para esta enfermedad el nombre de«meningitis eubacteriana», ya que parece ser de tipo neurológico dado que los peces afectados muestran natación en espiral y convulsiones antes de llegar a morir (UDEY et al., 1976). No presenta una patología externa definida.
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No se sabe a ciencia cierta si el microorganismo es un patógeno primario o secundario, dado que en algunos peces analizados se encontraron otros parásitos e incluso Vibrio.
Diagnóstico, Eubacterium puede ser cultivado en anaerobiosis por los métodos clásicos. Muestras de tejido (principalmente cerebro) pueden sembrarse en placas de BH1A o en tubos de medio Tioglicolato. La incubación debe realizarse durante 7 días a temperatura ambiente en condiciones anaerobias.
En las placas de BHIA, Eubacterium produce colonias planas, translúcidas, sin pigmento, rizoides y ligeramente mucoides. La bacteria es un bacilo gram-positivo alargado (10-17 µm) o incluso en forma de filamentos más largos, no esporulado, e inmóvil. Crece bien entre 25 y 37 °C. Es catalasa negativa y produce ß-hemolisis.
Nada se sabe sobre la transmisión de esta enfermedad Sólo ha sido aislado el patógeno del cerebro de múgeles y de alguna otra especie de estuario. La incapacidad de Eubacterium para crecer por encima del 2% de CINa sugiere que su ámbito debe restringirse a estuarios de aguas templadas de baja salinidad Hay que tener en cuenta que también se han aislado eubacterias como flora normal del tracto intestinal de trucha y carpa (Tiwer et al., 1979).
Tratamiento. Según UDEY et al. (1977), los aislados de Eubacterium son sensibles «in vitro» a Cloranfenicol, Penicilina, Tetraciclina, Eritromicina y Novobiocina. Sin embargo, es más que dudosa su utilidad terapéutica, una vez que el patógeno entró en el cerebro.
Fig. 4. Vibriosis ulcerativa (Vibrio anguillarum) en perca blanca
Fig. 5. Septicemia hemorrágica por Aeromonas hydrophila en lubina americana
Fig. 6. Forunculosis (Aeromonas salmonicida) en reproductores de trucha arcoiris
Fig. 1. Vibriosis (Vibrio anguillarum) en rodaballo
Fig. 2. Vibriosis (Vibrio anguillarum) en rodaballo
Fig. 3. Vibriosis (Vibrio anguillarum) en trucha comun cultivada en el mar en jaulas flotantes
Fig. 7. Flexibacter sp. Aislado de ulceras de rodaballo (Mixobacteriosis). Tinca Giemsa.
Fig. 8. Renibacterium salmoninarum (BKD) en salmón coho
Fig. 9. Perfiles de yersinia ruckei y Vibrio anguillarum obtenidos en el sistema API-20E.
Fig. 10. Diferenciación entre Edwardsiela tarda (K/A gas, SH2), y Edwardsiella ictaluri (K/A) en medio TSI.
Fig. 11. Identificación presuntiva de Aeromonas móviles en medio AH izquierda = Tubo control no inaculado, derecha = Aeromonas hydrophila).
Fig. 12. Fermentación de salicina para diferenciar Aerornonas hydrophila de A sobria (derecha Tubo control, izquierda = A. hydrophila).
Fig 13. Diagnostico serológico confirmativo mediante aglutinación en portaobjetos de Vibrio auguillanun (Parte superior Izquierda serotipo 01. Parte superior derecha serotipo 02). Notase la ausencia de reacciones cruzadas